Дрожжи как удобрение для растений: Удобрение из дрожжей: как использовать дрожжи для подкормки растений

Содержание

Удобрение из дрожжей: как использовать дрожжи для подкормки растений

Удивительные маленькие грибы, способные на такие разнообразные действия. Хлебопекарные дрожжи. Применяются не только для выпечки булочек и пирогов, не только как маски для лица и волос, но и для подкормки растений на огороде и дома.

Как сделать полезное средство для растений своими руками, чем подкормить дрожжи и каким растениям лучше избегать влияния активных грибков? Рассмотрим в статье.

Что это такое и виды

Дрожжи – живой организм, представляющий собой одноклеточные грибы. Яйцевидной формы клетки, различимы только под микроскопом.

Дрожжи питаются, в основном, сахаром. Продукт жизнедеятельности этих маленьких грибов – углекислый газ.

Размножаются они делением, одна клетка способна делиться до 25 раз, создавая аналогичное количество новых клеток.

Чтобы изготовить удобрения из дрожжей для комнатных растений и для огородных культур, нужно приобрести обычные хлебопекарные дрожжи. Они бывают разные, но распространены из них, два вида:

  1. Свежие (спрессованные). Имеют вид кирпичиков, весом, обычно, 50 или 100 г. Цвет варьирует от молочного до кремово-коричневого оттенков, пластилиновой консистенции. При разламывании масса должна крошиться, а не расползаться.
  2. Сухие (активные). Имеют вид гранул нежного бежевого цвета. Гранулы бывают в виде палочек или шариков. Обычная фасовка – пакетик весом в 100 г.

Важно! Дрожжи требуют особых условий хранения. Свежие, после вскрытия, хранятся в холодильнике от 2 до 4 недель. У сухих дрожжей срок хранения дольше: в закрытой упаковке – до 1,5 лет, а после вскрытия – до 6-8 месяцев, в холодильнике.

Как изготовить дрожжевую подкормку своими руками

Дрожжи, сами по себе, не являются удобрением, они – стимуляторы быстрого разложения органики.

Живые грибы входят в состав ЭМ-препаратов (препаратов на основе эффективных микроорганизмов), распространенных в садоводстве.

Ниже описаны варианты, как приготовить удобрение из дрожжей для растений.

1 вариант дрожжевой болтушки:
  • свежие дрожжи – 200 г;
  • вода – 1 л.

Дрожжи залить водой, тщательно размешать, настоять 2-3 часа, перелить в ведро, довести до объема 10 л.

Для активации этого вида дрожжей сахар не требуется, но можно добавить для усиления эффекта брожения. Использовать раствор нужно в этот же день.

2 вариант:
  • сухие дрожжи – 10 г;
  • вода – 10 л;
  • сахар – 2 ст. л.

Дрожжи всыпать в ведро с водой, добавить сахар, настоять 2-3 часа. Подкормка готова. Используется сразу.

Если при помещении дрожжей в воду через некоторое время возникает пенка, значит, дрожжи активны и их можно использовать. Если пенка не появилась, грибки погибли и бесполезны.

В стандартную подкормку из дрожжей добавляются различные ингредиенты:

  1. Зола (обеспечивает дополнительный калий и кальций). Отстоянные 0,5 л золы в 1 л воды добавляют на 10 л дрожжевой подкормки, добавляют 4 г аскорбиновой кислоты, 100 г сахара и тщательно перемешивают. Настаивают сутки. Рабочий раствор перед внесением разводят 100 г на 1 л воды.
  2. Молоко или молочная сыворотка вместо воды. На литр берется 100 г свежих или 10 г сухих дрожжей. Настаивают брагу 2 часа. Затем добавляют 1 кг сухарей и доводят водой до 5 л. Ставят на неделю под пресс. Закваску необходимо размешивать 2-3 раза в день деревянной лопаткой или палочкой. Перед внесением, 200 г готового рабочего раствора разводят на 5 л воды.
  3. Крапива. Емкость объемом в 70 л до половины наполняют мелко порезанной крапивой. Добавляют 0,5 кг сухарей. Заливают емкость до полного объема теплой водой, с разведенными в ней 500 г дрожжей. Настаивают сутки. Можно добавить варенье или сахар.

Внимание! Важно помнить, в растворе чего хорошо растут дрожжи. Разводить их нужно только теплой водой, от 25 до 40 градусов. Температура выше или ниже этих показателей не даст грибкам активизироваться или даже погубит их.

Инструкция по применению

Дрожжевая подкормка для овощей завоевала популярность из-за своего действия на почву и растения – оно схоже с действием ЭМ-препаратов, так же не содержит химии, но стоит дешевле.

Удобрение придется по вкусу почти всем обитателям огорода. Но есть некоторые растения, которым не рекомендуется такая добавка:

  • картофель;
  • лук репчатый;
  • чеснок;
  • горох;
  • фасоль.

В случае с этими продуктами, удобрение из дрожжей ухудшит их вкусовые качества и значительно сократит срок хранения.

Остальные культуры благодарно откликаются на действие подкормки.

Примерная рекомендуемая дозировка составляет:
  • огурцы – 1 л на корень. Первая подкормка с крапивой, вторая – с золой;
  • помидоры – 1 л на корень. Рекомендуется подкормка рассады томатов на молоке или молочной сыворотке, можно добавить 20-25 капель йода;
  • перцы – 1 л раствора на 1 корень. Требуется зольно-дрожжевая подкормка;
  • овощи (морковь, свекла) – 3 л на 1 м грядки. С золой;
  • ягоды — 4-5 л на квадратный метр. В подкормку добавляют золу и аскорбиновую кислоту;
  • ягодные кустарники – от 1 до 5 ведер (по возрасту).

Полезны дрожжи и для подкормки домашних растений. Дозировка приготовления полезного раствора берется та же, что и для растений с огорода.

Подкормку производят осенью и зимой – 1 раз в месяц, а весной и летом – 1 раз в 10 дней, до того, как начнут завязываться бутоны. Комнатные растения становятся зеленее, крепче и чаще цветут.

Общие правила подкормки:
  1. Подкармливать растения нужно в теплый солнечный день. Температура грунта должна быть не ниже 12-15 градусов. Температура воздуха 21-23, но не выше 33 градусов.
  2. Дрожжи как удобрение для растений используют до середины июня – времени, когда зелень достигает пика своего роста. Далее начинается формирование корнеплода, которому большое количество выделяемого дрожжами азота будет только мешать.
  3. Живые грибки поедают кальций и калий, поэтому перед дрожжевой подкормкой нужно внести удобрения с содержанием калия и кальция. Это могут быть органические (древесная зола) или минеральные (сульфат калия, кальциевая селитра) удобрения.
  4. Важно использовать и другие подкормки: перегной, компост, навоз, птичий помет. Насытить почву этими компонентами желательно за 1-2 месяца до ввода подкормки грибками.
  5. Дрожжи вносят под корень после поливки, они нуждаются во влажной и теплой среде. Если днем жарко, то дрожжевая подкормка производится утром или вечером, когда солнечные лучи не так агрессивны.
  6. Нельзя перекармливать растения. За сезон такую подкормку используют 2-3 раза: первый раз – при высадке рассады, второй – через 2 недели или месяц. Третий раз можно подкормить, если растения поразил грибок.

Важно! Перекорм вызывает дисбаланс основных элементов почвы. Обилие азота и углекислого газа провоцируют буйный рост зелени в ущерб плодообразованию.

Влияние живой подкормки на растения

Витамины и минералы, белки и аминокислоты – такой богатый состав дрожжей обогащает землю, благотворно влияет на рост и урожайность садовых культур.

Живые микроорганизмы служат стимулом для ускоренного разложения органики, насыщая в процессе почву витаминами типа В, азотом, фосфором, тиамином, ауксином – происходит активизация микрофлоры.

Удобрение из дрожжей должно сопровождаться достаточным количеством органики в почве, тогда от этой подкормки будет польза, выражающаяся такими показателями:
  • укрепление корневой системы с развитыми боковыми сегментами;
  • стимуляция роста листьев, побегов и цветения;
  • увеличение в почве количества полезных бактерий;
  • улучшение газообмена в верхнем слое почвы;
  • устойчивость к болезням и неблагоприятным условиям;
  • образование гуминового слоя.

Преимущества и недостатки

Дрожжи для подкормки растений пользуются заслуженной популярностью. Этим средством пользуются и новички, и опытные садоводы.

К безусловным преимуществам активных грибков относятся:

  • невысокая стоимость;
  • доступность;
  • простота приготовления;
  • натуральность;
  • универсальность;
  • безопасность.

Недостатки дрожжевой подкормки для растений незначительны и связаны, обычно, с несоблюдением рекомендаций:

  • краткий срок хранения готового раствора;
  • появление дефицита калия и кальция в почве;
  • выжидание специальных температурных погодных условий.

Влияние дрожжей на почву вызывает в ней благотворные изменения, которые, в свою очередь, положительно влияют на качество урожая.

Изготовление дрожжевой подкормки подкупает своей простотой и позволяет садоводам вырастить здоровые и натуральные продукты.

Главный редактор и автор сайта. Агроном-овощевод по образованию, закончил аграрный университет МСХА им. К. А. Тимирязева в 2010 г.

Увлекаюсь опытным садоводством и журналистикой. Люблю читать классику, любимый автор — Ф. М. Достоевский. Мечтаю стать директором крупного с/х предприятия 🙂

Подкормка дрожжами растений, как приготовить удобрение для огорода

Подкормка растений дрожжами дает просто потрясающий эффект, если знать, как приготовить это удобрение правильно. Наверняка вы знаете или догадываетесь, что овощным и ягодным культурам помимо традиционных и, безусловно, важных азотно-калийно-фосфорных удобрений нужны еще многочисленные микроэлементы, стимуляторы и регуляторы роста. А дрожжевая подкормка к тому же полезна не только для самих растений, но и для почвы, на которой они растут.

Уважаемые читатели! Для Вас мы создали сообщества в соц сетях, в которых несколько раз в день публикуются полезные статьи и интересные идеи! Подписывайтесь и получайте полезный контент в удобном формате!

Сегодня мы поговорим о том, как правильно приготовить удобрение для сада и огорода, какую пользу оно способно принести культурным растениям и как его правильно применять.

Чем полезны дрожжевые подкормки для растений

Дрожжи – это «живое» удобрение. По сути, это микроскопические грибковые организмы, которые попадают в грунт и начинают перерабатывать содержащуюся в ней органику. При этом в отличие от патогенных грибков дрожжевые являются безвредными для растений и грунта.

Более того, они подавляют патогенную микрофлору своей активностью.

Также в этом средстве содержатся нужные для флоры на всех этапах роста протеины, углеводы, витамины, аминокислоты и прочие элементы, о которых обычно забывают.

Разведенные в жидкости дрожжи хорошо усваиваются корневой системой, что способствует ее укреплению. Также грибки стимулируют рост побегов, пышность цветения и завязываемость плодов. Растет общий уровень иммунитета растений.

НА ЗАМЕТКУ. Дрожжи хорошо влияют на микрофлору почвы.

Как приготовить удобрение из дрожжей для огорода

Дрожжи можно применять практически для всех овощных культур. Растения любят такую подкормку (особенно клубника и томаты). Практически для всех культур можно пользоваться простейшим стандартным рецептом:

  • 200 гр свежих дрожжей размешать в литре воды. Настоять 3 часа, смешать с водой 1 к 10 и поливать растения.

Но намного эффективнее использовать такие питательные смеси, которые составлены с учетом вегетативных особенностей каждой конкретной культуры. В этом случае отдача от внесения удобрений будет намного больше.

Ниже представлена таблица с нормами приготовления и правилами применения данного продукта для самых популярных культурных растений.

Овощная культураПриготовление и применение удобрения
Томаты100 гр сухой разновидности (10 пакетиков) и 2 ложки сахара растворить в десятилитровой емкости с теплой водой. Дать побродить не больше пары-тройки часов. Смешивать маточный раствор 1 к 5 с чистой водой. Норма расхода – 500 мл на 1 куст. Применять трижды: после пересадки рассады в грунт, после укоренения и перед цветением
Огурцы10 гр сухих дрожжей развести в литре воды, засыпать дополнительно 50 гр сахара. Настаивать пару часов. Добавить еще 9 л воды. Дать настояться еще несколько часов. Развести 1 к 5 и подкармливать растения
БаклажаныСмешать 100 гр дрожжей, 10 л воды, пол-литра зольного настоя, столько же настоя куриного помета и 3 ложки сахара. Норма расхода – 2 л на 1 кустик
Клубника1 кг свежего продукта замешать в 5 л воды. Настаивать сутки. Норма приготовления рабочего раствора: 0,5 л закваски на 7 л воды. Норма расхода – 0,5 л на 1 растение
ПерцыСмешать 5 л воды, 50 гр свежих дрожжей, 250 мл настоя куриного помета, 250 мл зольного настоя и 2 ложки сахара. Раствора хватит на 3 растения
КапустаСмешать 3 л воды, пакетик хлебопекарных дрожжей из продуктового и 100 гр сахарного песка. Настаивать 5-7 дней. Для приготовления рабочего раствора смешать стакан получившейся опары и 10 л воды. Удобрять трижды за весь сезон

НА ЗАМЕТКУ. Для изготовления полезного удобрения годятся только хлебопекарные сухие дрожжи (продаются в пакетиках) или свежие (они же живые).

Можно ли использовать подобные подкормки для комнатных растений

Домашние зеленые питомцы любят такое удобрение не меньше огородных культур. Происходит стимуляция роста стеблей, листья приобретают насыщенность оттенков, а цветение становится пышным и длительным.

Для домашних цветов допустимо взять на вооружение «стандартную» рецептуру приготовления питательной смеси.

А можно приготовить такую смесь. Щепотку (на кончике ножа) дрожжей из пакетика разводят в литре воды и подсыпают половинку чайной ложечки сахара. Все тщательно смешивают и дают настояться 3 часа в тепле. Затем замешивают с водой 1 к 5 и вносят под комнатные цветы и растения.

Рецепты дрожжевых подкормок

Выше мы описали стандартную рецептуру приготовления питательной смеси на дрожжевой основе. Но благодаря опытным садоводам есть масса способов приготовить питательную смесь. Добавление различных компонентов делает подкормку эффективнее.

Далее рассмотрим наиболее интересные, на наш взгляд, рецепты питательных смесей для растений.

Стандартный рецепт для рассады

В литре достаточно теплой воды растворить 200 гр свежих дрожжей. Смесь оставить настаиваться 3-4 часа. Полученный маточный раствор мешаем с водой 1 к 10 и производим полив рассады.

Больше информации о том, как использовать продукт для удобрения рассады, можно узнать в нашей статье «Подкормка рассады дрожжами, как подкормить в домашних условиях».

Смесь для перечной рассады

Берем пачку свежих дрожжей весом 100 гр и размешиваем ее в ведре очень теплой воды. Накрываем крышкой и оставляем бродить на 24 часа. После этого поливаем перечную рассаду.

Вообще 10 л приготовленной смеси может быть много. Поэтому готовьте меньшее количество подкормки. Например, 30 гр на 3 л воды.

«Вкусный раствор» из дрожжей с сахаром

Чтобы смесь лучше бродила, в нее добавляют сахар. Пакетик сухих дрожжей полностью размешивают в ведре воды. Далее подсыпают 2 ложки сахара и дают побродить раствору в течение пары-тройки часов.

Получается маточный раствор. Для изготовления рабочего раствора на каждые 100 мл маточного раствора добавляют 500 мл воды.

Подкормка с золой

Приготовьте дрожжевое удобрение: 100 гр свежего продукта на 1 ведро воды. После этого туда же внесите 0,5 л зольного раствора, 2 шарика аскорбинки и 100 гр сахара. Полученную смесь настаивают сутки. Для приготовления рабочего раствора полученный концентрат смешивают 1 к 10 с чистой водой.

Питательная смесь с молочной сывороткой

На литр молока или молочной сыворотки добавить пакетик сухих дрожжей. Оставить бродить на 2 часа. Затем довести объем жидкости до 5 л (залейте 4 л воды) и добавьте килограмм сухарей. Смесь оставляют бродить на неделю и периодически помешивают.

Рабочий раствор готовится в соотношении 200 мл концентрата на 5 л воды.

Раствор с крапивой

Этот рецепт рассчитан на 70-литровую емкость. Заполните ее нарубленной крапивой. Засыпьте полкило сухарей. Затем киньте 500 гр живых дрожжей, 3-4 ложки сахара или варенья. Далее заливаем воду до краев и оставляем бродить сутки.

Витаминная смесь

Рецепт на 40 л. Если вам нужно меньше удобрения, то кратно уменьшайте количество всех компонентов.

Итак, на 40 л воды нужно 0,4 кг свежих дрожжей, 0,3 кг золы, 2 кг навоза, ведро крапивы или другой зелени.

Все смешиваем и оставляем бродить на 15 дней. Далее сцеживаем жидкость и смешиваем с чистой водой в пропорции 1 к 10 для приготовления рабочего раствора. Норма расхода жидкости – 1 л на 1 куст (помидоры, томаты, перцы, огурцы) или 1 кв м посадок.

Настой с картофельной ботвой

Полкило картофельной ботвы залить 5 л воды, разломать и размешать 100 гр свежих дрожжей. Настаивать 4 часа. Процедить и использовать для внекорневой обработки растений.

Смесь с йодом для опрыскивания

3 л сыворотки, 100 гр живых дрожжей смешать и оставить бродить на 5-6 часов. Довести объем жидкости до 10 л. Влить 20 капель йода. Перемешать и опрыскивать в качестве профилактического средства от фитофторы.

Раствор с пометом и золой

В 10 л воды внести 10 гр сухого продукта, 5 ложек сахара, по полкило золы и помета.

Смешать и оставить бродить на 3 часа. Развести 1 к 10 для получения готовой подкормки для удобрения. Поливать междурядья.

Как использовать сухие дрожжи

Намного удобнее применять сухие дрожжи, которые доступны в пакетиках в продовольственных магазинах. Они немного слабее по своему воздействию, чем живые, но зато их проще развести в воде.

Для усиления эффекта в удобрение из сухих дрожжей обычно добавляют сахар. На каждый пакетик нужно 100 гр сахарного песка.

Самое главное, что принцип действия у сухих дрожжей абсолютно тот же, что и у свежих. Разница лишь в форме самого продукта.

Популярные препараты с дрожжами

Похожее действие на растения оказывают ЭМ-препараты. По сути, дрожжевое удобрение – это тоже Эм-препарат. Среди известных покупных средств Байкал-ЭМ, Эмка и многие другие.

Также полезные грибки присутствуют в некоторых фунгицидах. Например, в Фитоспорине.

ВАЖНО! Нельзя одновременно подкармливать и дрожжами и ЭМ-препаратами.

Можно ли перекормить растения

Вообще дрожжами перекормить растения очень сложно. Но все равно опытные дачники советуют использовать такую смесь не чаще 3 раз за сезон для каждой культуры. Дело в том, что подкормка дрожжами вызывает дефицит кальция и калия в почве. Поэтому, если использовать средство слишком часто, возникнет дисбаланс микроэлементов, что приведет к болезни растения.

Как говорится, все хорошо в меру. Поэтому не частите с дрожжевым удобрением.

Какие культуры не любят данные подкормки?

Вообще данную питательную смесь хорошо воспринимают практически все овощные, цветочные и ягодные культуры. Но, как это и бывает, в любом правиле есть исключения.

Продукт не подходит для обработки посевов лука, чеснока и картофеля. Также стоит воздержаться от полива такой смесью гороха и фасоли.

Частые ошибки

Теперь поговорим о тех ошибках, которые дачники и цветоводы допускают при использовании удобрения на основе хлебопекарных дрожжей.

  1. Использование холодной воды для приготовления маточного раствора. Чтобы дрожжи начали бродить, нужно брать теплую, почти горячую воду.
  2. Использование питательной смеси в течение нескольких дней. Увы, но дрожжевая подкормка эффективна только в день приготовления. Дальше она может скиснуть, поэтому ее использовать не нужно.
  3. Неправильные пропорции компонентов. Чтобы получить желаемый эффект, четко следуйте установленным инструкциям приготовления.
  4. Подкормка вносится в грунт, в котором не было органики. Для максимального эффекта перед подкормкой дрожжами нужно внести органическое удобрение. Тогда грибкам будет что перерабатывать. Если же вы используете исключительно подкормки минеральными составами, то удобрение не сработает.
  5. Подкормка проводится в прохладный день. Чтобы удобрение сработало, его нужно вносить в теплые дни, именно тогда грибки заработают и начнут размножаться.
  6. Полив жидким удобрением проводится по сухой земле. Очень важно перед внесением подкормки хотя бы слегка увлажнить почву под растениями.

Ответы на частые вопросы

Когда нужно вносить такое удобрение под растения?

Опытные дачники советуют закончить добавлять такие растворы в середине июля, когда как раз и начинается пора завязывания плодов у большинства растений.

Можно ли использовать только дрожжевой раствор?

Нет. Для равномерного и полноценного роста и развития растениям требуются и другие подкормки.

Какие культуры можно поливать таким раствором?

Практически все овощные кроме бобовых, картофеля, чеснока и лука.

Заключение

Дрожжевое удобрение – эффективная смесь для питания культурных растений. Добавляйте его в рацион ваших овощей, ягод и цветов, и они откликнутся пышным цветением и обильным плодоношением. Подкормка в умеренных количествах безвредна и приносит только пользу.

Дрожжи как удобрение для растений :: SYL.ru

Не секрет, что любые растения нуждаются в подкормке. Комнатные или садовые, большие и маленькие, декоративные и плодовые, они не смогут расти без определенного набора микроэлементов, витаминов и минералов. У садовода всегда есть выбор — приобретать комплексные удобрения в магазине или сделать их своими руками. Второй способ зачастую лучше, поскольку вы всегда будете знать, что именно выступило питанием для вашего растения. Однако сегодня мы рассмотрим не совсем обычный вид подкормки, а именно дрожжи как удобрение.

Почему именно дрожжи

Этому есть своя причина. Сегодня все больше садоводов и цветоводов отдают предпочтение препаратам эффективных микроорганизмов и считают это лучшей альтернативой обычной подкормке. Это особая форма грибов, которые способствуют очень быстрому разложению органики, хорошо влияют на микрофлору почвы, оздоравливают и защищают ее от вредителей. Именно поэтому дрожжи как удобрение сегодня рассматривает большинство дачников. Это недорого, достать их очень просто, а эффект превосходит все ожидания. Есть выражение — «растет как на дрожжах», и оно вполне оправдано.

Что могут дать растениям обыкновенные дрожжи

Мы привыкли к этому продукту на своей кухне. Благодаря одному маленькому пакетику можно получить пышное тесто и вкуснейший квас, поставить игристое вино. Однако дрожжи как удобрение – это звучит немного странно, хотя дрожжи богаты витаминами и минералами, белками и углеводами, многими микроэлементами. Благодаря такому составу они, растворяясь в воде, выделяют соединения, которые способствуют быстрому росту корневой системы. Кроме того, именно дрожжи как удобрение предоставляют все витамины, которые необходимы для полноценного роста и развития растений, а также стимулируют восстановительные процессы.

Особенности подкормки дрожжами

Надо сразу отметить, что в почве живут и другие бактерии, многие из которых достаточно агрессивны. Поэтому важно соблюдать некоторые правила, используя дрожжи как удобрения. Сам по себе дрожжевой грибок достаточно живучий. Он легко перенесет засуху и жару, холод, механическое дробление. Однако, встречаясь с другими бактериями, может погибнуть. Сразу выделите для себя приоритеты: нельзя одновременно вносить в грядку дрожжи, навоз, птичий помет и измельченную траву. Для переработки каждой из этих подкормок существует своя колония бактерий, встречу с которой культурным дрожжам не пережить.

Какие растения любят удобрение из дрожжей

На самом деле на такую подкормку откликается почти все живое. Это могут быть комнатные цветы, садовые растения, плодовые кустарники и деревья, а также овощи. Однако есть и те растения, которые особенно любят удобрения из дрожжей. Это перец, огурцы и помидоры. Внося на овощные грядки нехитрую смесь, вы сможете получать гораздо лучший результат при минимальных усилиях. Из комнатных цветов больше всего любят дрожжи герань и петуния.

Как приготовить подкормку

На самом деле дрожжи как удобрение для растений может применяться несколькими способами, например, внесением в грунт при посадке свежих, прессованных или сухих дрожжей. Хорошо также себя зарекомендовали закваски и растворы. Приготовить их очень просто, для начала рассмотрим рецепт из свежих дрожжей. Вам потребуется взять одну часть (например, 100 г) дрожжей и развести их в пяти частях воды, то есть на половину литра. Через час раствор дополнительно разводят в десяти частях воды, после чего поливают им растения. Практически сразу вы увидите, как листики заблестели, приподнялись и ожили. Наблюдается интенсивный рост.

Рассматривая дрожжи как удобрение для растений, нельзя обойти вниманием и сухой продукт. Его достать еще проще, а использовать удобнее. Для этого потребуется 10 г дрожжей и 10 литров воды. На ведро теплой воды добавляют 60 г сахара и ставят смесь в теплое место на 2 часа. Полученную закваску разбавляют в 50 литрах воды, после чего раствором можно удобрять грядки.

Подкормка для огурцов

Однако не всегда под рукой могут быть дрожжи. Для огурцов как удобрение отлично подходит и самый обычный хлеб. Помимо основных микроэлементов дрожжи содержат железо и марганец, витамины и многое другое. Такая подкормка позволяет улучшить сопротивляемость огурцов к различным заболеваниям, способствует росту корней, зелени и плодов. Огурцы очень хорошо отзываются на такое удобрение. Однако надо отметить, что не обязательно использовать дрожжи. Прекрасно подойдет и обычный хлеб. Мы приведет для вас недорогое и эффективное удобрение из дрожжей. Рецепт прост, но требует предварительной подготовки. Поставьте в саду ведро с закрывающейся крышкой. Скидывайте в него все корочки, огрызки и даже хлебные крошки, добавляйте немного воды и закрывайте. По мере необходимости открывайте крышку и поливайте растения.

Предназначение дрожжевой подкормки

Не следует забывать, что это не основное питание, а лишь стимулирующая добавка. Поэтому дрожжи для огурцов как удобрение не должны использоваться в монорежиме. Регулярно потребуется внесение азота и фосфора, калия и органики. А между этими основными удобрениями добавляйте и свой секретный ингредиент. Такие мероприятия не требуют подготовки и не затратны. Однако, применяя на своем дачном участке удобрение из дрожжей (рецепт можно немного модернизировать), делайте это с периодичностью не менее 16 дней, иначе только навредите растениям.

Натуральные закваски для растений

Их достаточно много, мы приведем лишь самые эффективные. Дрожжи как удобрение для овощей используются достаточно давно, а, значит, есть и простые, народные рецепты, как использовать процесс брожения себе во благо. Очень полезно поливать растения закваской из шишек хмеля. Для этого готовят отвар из шишек, добавляют в него 2 столовые ложки сахара и 4 муки и оставляют в теплом месте на двое суток. Затем нужно добавить тертый картофель и убрать в тепло еще на сутки.

Другим вариантом может быть закваска из пшеницы. Для этого возьмите стакан пшеницы, намочите и оставьте прорастать. После этого ростки надо измельчить, добавить муку и сахар, слегка проварить полученную смесь и оставить закисать на 24 часа. После того как смесь хорошо забродит, ее можно использовать в качестве закваски, разводя с водой. Этого количества хватит на ведро воды. Таким образом, можно сказать, что дрожжи как удобрение для овощей – это достаточно популярный продукт, причем речь идет не только о промышленных, упакованных грибках, но и о естественном процессе брожения, который тоже очень полезен для почвы, так как обогащает ее микроэлементами и витаминами, а также защищает от многих вредителей и болезнетворных бактерий.

Какой элемент удобрения способствует росту цветения растений? | Домой Гиды

Автор: Jasey Kelly Обновлено 14 декабря 2018 г.

Рост цветка на растении является важной частью его воспроизводства. Для здорового роста растений необходимы все элементы удобрений; его отсутствие может вызвать множество симптомов. В то время как все элементы играют роль в развитии растений и, следовательно, в развитии цветов, фосфор является элементом, наиболее ответственным за стимулирование более сильного развития бутонов, плодов и цветов.

Основные питательные вещества

Растениям для роста требуется 16 питательных веществ. Три из них взяты из воздуха и воды: углерод, водород и кислород. Из оставшихся незаменимых питательных веществ основными считаются три: азот, фосфор и калий. Эти три вещества усваиваются растениями в больших количествах, чаще всего испытывают недостаток в почве и являются тремя наиболее часто применяемыми. Трехзначное число на упаковке удобрений известно как рейтинг N-P-K и указывает процентное соотношение азота, фосфора и калия соответственно.

Роль фосфора

Удобрения, специально разработанные для развития бутонов и цветков, часто содержат больше фосфора, чем два других основных питательных вещества. Это связано с тем, что фосфор является жизненно важным питательным веществом, участвующим в стимулировании и улучшении развития и завязывания почек, образования семян и цветения. Это также может помочь ускорить созревание растений. Он также важен для фотосинтеза и дыхания. Удобрения, стимулирующие рост корней, также часто содержат больше фосфора, чем два других основных питательных вещества, потому что фосфор помогает укрепить молодые корни и дает им хорошее начало.

Роль азота и калия

Хотя фосфор является элементом, наиболее связанным с ростом и производством цветов, азот и калий, наряду с вторичными питательными веществами и микроэлементами, имеют жизненно важное значение. Азот — один из основных элементов аминокислот, часто называемых «кирпичиками жизни». Азот стимулирует более сильный зеленый рост, который обеспечивает здоровые стебли и листья, а также способствует производству фруктов и семян; азот также помогает стимулировать рост корней и необходим для поглощения других питательных веществ.Калий, с другой стороны, жизненно важен для нескольких областей роста растений, включая устойчивость к засухе, сопротивляемость болезням, прочность стебля, улучшение текстуры, цвета и вкуса фруктов и фотосинтеза.

Bottom Line

Дефицит одного питательного вещества может привести к плохой продуктивности растений, включая задержку роста цветов. Но для выращивания цветов достаточно большей части почвы, особенно если в нее вносить богатый органический материал и удовлетворять все другие потребности растений. Использование цветочных удобрений или удобрений, специально разработанных для производства бутонов и цветков, может помочь в долгосрочной перспективе, но, вероятно, в этом нет необходимости.Если вы не уверены, проведите тест почвы, чтобы узнать, не хватает ли в ней каких-либо основных питательных веществ.

Номера удобрений NPK — что они на самом деле означают

В большинстве ссылок указано, что значения NPK указывают на% азота,% фосфора и% калия. Они говорят это не потому, что это правда, а потому, что это упрощает объяснение концепции удобрений широкой публике.

Что на самом деле означает NPK?

Номера удобрений NPK — что они на самом деле означают

Удобрение NPK Номера

В каждой стране свои требования к маркировке удобрений, поэтому этот пост может не относиться к вам.В Австралии сообщают об элементарных P и K, а также о сере (S). Этот пост действительно относится к Северной Америке и большей части Европы. Сообщите мне, если в вашей стране действуют другие правила.

Обновление

: в Ирландии и Великобритании на этикетках продуктов могут отображаться оба значения, как на изображении ниже.

Этикетка удобрения из Великобритании

Буквы N, P и K — это элементарные символы, используемые химиками для обозначения химического вещества. N используется для азота, а P для фосфора. Буква K используется для обозначения калия и обозначает калий, оригинальное латинское название калия.Если вам сложно вспомнить, обозначает ли P фосфор или калий, помните, что три питательных вещества перечислены в алфавитном порядке. Фосфор стоит перед калием в алфавитном порядке, поэтому последняя буква в списке, K, является сокращением от калия.

Значение N представляет собой% азота.

Значения P и K представляют собой% P 2 O 5 и% K 2 O, а НЕ% P и% K, как утверждают многие ссылки.

Почему это важно? Это очень важно понимать, если вы пытаетесь выяснить, сколько удобрений добавить в свой сад.Например, если ваш анализ почвы предполагает, что вы добавляете 5 кг фосфора на 1 000 квадратных метров, вам нужно иметь возможность преобразовать это требование в вес необходимого удобрения.

Следующее поможет вам преобразовать в% P и% K:

  • P 2 O 5 состоит из 56,4% кислорода и 43,6% фосфора по весу. Чтобы получить значение% P, умножьте указанное значение NPK на 0,436, или примерно половину указанного значения.
  • K 2 O состоит из 17% кислорода и 83% калия по весу.Чтобы получить значение% K, умножьте полученное значение NPK на 0,83.

Используя эту информацию, вы можете увидеть, что удобрение с числом NPK 10-10-10 содержит 10% азота, 4,36% фосфора и 8,3% калия. Эти числа пересчета помогут вам определить правильное количество удобрений, которое нужно добавить в ваш сад, чтобы вы соответствовали требованиям теста почвы.

Расчет необходимого количества удобрений

Допустим, у вас есть 25-килограммовый мешок каменного фосфата со значением NPK 0-32-0.

Чтобы определить, сколько фосфора у вас в мешке, умножьте 32 на 0,436, чтобы получить% P = 14%.

Так как у вас мешок 25 кг, он содержит 3,5 кг P (25 x 14%).

Почему это так сложно?

Зачем сообщать значения P 2 O 5 и K 2 O вместо элементарных P и K? Это историческая вещь. В ходе тестов химики использовали измеренные значения P 2 O 5 и K 2 O, а не P и K. Таким образом, они указали количество NPK удобрений как% P 2 O 5 и% K 2 O .В большинстве стран мы делаем это и сегодня.

Для получения дополнительной информации об испытаниях почвы на наличие удобрений с номерами NPK см. Проверка почвы на наличие NPK .

Артикул:

  1. Источник фото: Секретариат SuSanA

Удобрение

2

История почвы: решение проблемы растворимого фосфора?

Ноябрь14, 2018 — Новое исследование показывает, что со временем в сельском хозяйстве может потребоваться меньше фосфорных удобрений …

Остаток глифосата в удобрении навоза снижает рост клубники и овсяницы луговой

18 сентября 2020 г. — Новое исследование показало, что остатки глифосата от гербицидов в навозных удобрениях снижают рост земляники и овсяницы луговой, а также производство побегов …

Удобрение для мочи: «Старение» эффективно защищает от передачи устойчивости к антибиотикам

Янв.22, 2020 — Переработанная и состаренная человеческая моча может использоваться в качестве удобрения с низким риском передачи антибиотикоустойчивой ДНК в окружающую среду, согласно новому …

Некоторые одомашненные растения игнорируют полезные почвенные микробы

10 марта 2020 г. — Обзор биологов показывает, что одомашнивание растений часто оказывает негативное влияние на микробиомы растений, делая одомашненные растения более зависимыми от удобрений и других почвенных добавок, чем …

Внесение удобрений в нужное место с правильной нормой

Апр.24, 2019 — Размещение фосфора в почве может снизить потери фосфора при таянии снега …

Оптимизация источника удобрений и нормы внесения во избежание гибели корней

21 августа 2019 г. — Удобрения используются во всем мире в сельском хозяйстве. Он используется для повышения урожайности растений, повышения урожайности и, в конечном итоге, …

Ученые раскапывают в почве зеленое сокровище — пусть и ржавое —

17 июня 2019 г. — Новое исследование помогает объяснить, как железо в почве может разблокировать естественный фосфор, связанный с органическими веществами, которые можно использовать в удобрениях, чтобы в один прекрасный день фермеры могли уменьшить…

Как растения используют микробы для получения питательных веществ

17 сентября 2018 г. — Ученые обнаружили, как растения используют микробы в почве для получения питательных веществ, и этот процесс можно использовать для ускорения роста сельскохозяйственных культур, борьбы с сорняками и сокращения использования загрязняющих удобрений и …

Ежегодная деградация почвы обходится фермерам в США в полмиллиарда долларов

12 января 2021 г. — Одна треть удобрений, внесенных для выращивания кукурузы в США. S. каждый год просто компенсирует продолжающуюся потерю плодородия почвы, что приводит к дополнительным расходам США более чем на полмиллиарда долларов …

Гены, связывающие азот, могут помочь выращивать больше еды, используя меньше ресурсов

15 января 2020 г. — Ученые передали набор генов бактериям, колонизирующим растения, которые позволяют им извлекать азот из воздуха и превращать его в аммиак, естественное удобрение. Работа может помочь фермерам …

Frontiers | Аминокислоты — неэффективное удобрение для Dunaliella spp.Рост

Введение

Автотрофные водоросли привлекли внимание в последние годы, потому что они потенциально являются ценным сырьем для биопродуктов. Эти организмы могут производить большие количества ценных белков, химикатов или горючих углеводородов на относительно небольшой площади и могут оказывать меньшее воздействие на окружающую среду, чем традиционное сельское хозяйство или ископаемое топливо (Wijffels and Barbosa, 2010; Georgianna and Mayfield, 2012; Rasala and Мэйфилд, 2015). Теоретический выход энергии для производства биотоплива из водорослей на единицу площади оценивается в 30–300 раз выше, чем у любой доступной системы сельскохозяйственных культур (Sheehan et al., 1998; Packer, 2009), и эти организмы могут в конечном итоге оказаться достаточно продуктивными, чтобы удовлетворить значительную часть потребления топлива с использованием непахотных земель (Министерство энергетики США, 2010; Moody et al., 2014). Кроме того, некоторые виды топлива, производящие микроводоросли, процветают в морской среде, и поэтому их производство может полностью поддерживаться за счет источников непитьевой воды, таких как океанская вода. Однако жизнеспособность крупномасштабного выращивания водорослей для любых целей ограничивается потребностями этих организмов в азотных и фосфорных удобрениях.Спрос на эти удобрения таков, что если бы только 10% транспортного топлива, необходимого в США в 2010 г., было заменено водорослевым биодизелем, для этого потребовалось бы количество азотных удобрений, эквивалентное 175% от общего годового производства в США (Grobbelaar, 2004; Chisti , 2013). Это очень важно, поскольку производство синтетических азотных удобрений с помощью процесса Габера-Боша зависит от энергии, получаемой из ископаемого топлива. Кроме того, использование удобрений в сельском хозяйстве эффективно создает загрязнение азотом в виде оксидов азота, парникового газа, что, как считается, компенсирует рост потенциала глобального потепления биотоплива (Crutzen et al., 2008; Эрисман и др., 2008; Galloway et al., 2008; Bobbink et al., 2010). Таким образом, существует потребность в устранении воздействия использования азотных удобрений на биоэкономику.

Одним из решений является сокращение количества удобрений и отходов азота путем создания эффективной схемы рециркуляции азота. Многие группы предложили использовать термохимическое преобразование и анаэробное переваривание биомассы в качестве потенциальных источников рециркулируемого азота (Minowa et al., 1995; Chisti, 2008; Sialve et al., 2009; Jena et al., 2011; Биллер и др., 2012; Huo et al., 2012; Гарсия Альба и др. , 2013; López Barreiro et al., 2013a). Эти подходы к деградации имеют то преимущество, что фосфор и азот можно пополнять в неорганической форме, и теоретически дают возможность выращивать несколько поколений культур из одного внесенного удобрения. Однако осуществимость этих подходов остается под вопросом из-за высокого содержания азота в биомассе и энергетических затрат на концентрирование водорослей для этих целей (Mata-Alvarez et al., 2000; Чен и др., 2008; Лам и Ли, 2012; Лопес Баррейро и др., 2013b; Ward et al., 2014). Оба подхода приводят к производству аммония как наиболее распространенной формы рециркулируемого азота (Tsukahara et al., 2001; Sialve et al., 2009). Следовательно, pH культуральной среды и концентрация аммония должны строго контролироваться в любой получающейся системе роста водорослей, чтобы предотвратить токсичность, возникающую в результате разделения электрохимического градиента (Азов и Голдман, 1982). Кроме того, эти подходы могут быть несовместимы с использованием сырья для морских и соленых водорослей, поскольку содержание соли в этой биомассе вызывает коррозию или ингибирует схемы термохимического и биологического разложения (McCarty, 1964; Parkin and Owen, 1986; Chen et al. , 2008; Вергара-Фернандес и др., 2008; Ward et al., 2014).

Альтернативной схемой может быть переработка богатой азотом биомассы водорослей в органической форме. Предлагаемая стратегия заключается в использовании процесса in vitro для разложения биомассы водорослей (белков и нуклеиновых кислот) после экстракции неполярных липидных продуктов в азотсодержащие органические мономеры (аминокислоты, нуклеотиды), а затем для замены неорганических азотных удобрений. в производстве водорослей с помощью этих мономеров (рис. 1).В частности, ферменты протеазы и нуклеазы могут быть применены к биомассе водорослей в биореакторе для образования амино- и нуклеиновых кислот таким же образом, как амилаза добавляется к крахмалу для получения сахаров, используемых в промышленном производстве этанола. Затем ферментативно обработанная суспензия биомассы будет введена в среду для выращивания водорослей вместо неорганического азота и фосфорного удобрения. Важно отметить, что эта стратегия зависит от способности вида водорослей использовать органические азот и фосфорсодержащие соединения в качестве источника удобрений. Также необходимо, чтобы использование этих органических мономеров азота и фосфора поддерживало продуктивность желаемого продукта, такого как триацилглицерины (ТАГ).

РИСУНОК 1. Схема системы производства микроводорослей с переработкой биомассы in vitro . Эта производственная система предназначена для работы с любой платформой фотосинтетических микроводорослей, такой как Dunaliella , которая производит экстрагируемые липиды или ценные побочные продукты. In vitro рециркуляция питательных веществ выполняется в отдельном биореакторе для получения органических мономеров N и P из биомассы водорослей, которые предназначены для замены добавок удобрений.

Есть основания подозревать, что автотрофные водоросли, производящие биотопливо, могут использовать аминокислоты, поскольку морские и пресноводные автотрофные водоросли продемонстрировали способность расти на среде с аминокислотами (Cain, 1965; Wheeler et al. , 1974; Паленик и Морел, 1990; Zhang et al., 2015). У автотрофных водорослей есть по крайней мере два механизма, с помощью которых может быть получен азот из аминокислот. Как и растения (Fischer et al., 1998; Tegeder, 2012; Tegeder and Ward, 2014), водоросли обладают каналами или переносчиками, которые могут способствовать перемещению аминокислот в клетку (Kirk and Kirk, 1978a, b; Sauer, 1984; Cho и Ле Гал, 1985). Кроме того, было показано, что водоросли обладают внеклеточными ферментами, которые дезаминируют аминогруппы, высвобождая аммоний, который может транспортироваться через клеточную мембрану и впоследствии ассимилироваться через цикл GS-GOGAT (Munoz-Blanco et al., 1990; Паленик и Морель, 1990, 1991; Пьедрас и др., 1992; Vallon et al., 1993) в биомассу. Некоторые аминокислоты нестабильны в водном растворе и при воздействии света, со временем образуя NH 4 + , мочевину и другие аминокислоты (Asquith and Hirst, 1969; Tomita et al., 1969; Abraham and Podell , 1981; Gracanin et al. , 2009; Pattison et al., 2012).

Жизнеспособность и влияние употребления аминокислот в качестве источника азота исследовали с использованием рода Dunaliella . Dunaliella spp. представляют собой подвижные одноклеточные автотрофные галофитные водоросли, которые часто изолированы от чрезвычайно засоленных сред (Borowitzka and Siva, 2007). Триацилглицерины можно экстрагировать из этих водорослей путем осмотического лизиса клеток или экстракции растворителем (Wang et al., 2013). В качестве платформы для производства биотоплива Dunaliella spp. выгодны, поскольку они не будут конкурировать за пахотные земли или пресную воду для роста. Dunaliella spp. были культивированы с использованием ряда различных источников азота, включая NH 4 + , NO 3 — , NO 2 — , NO, мочевину, гистидин, глутамин, гипоксантин и аллантоат (Goldman и Peavey, 1979; Latorella et al., 1981; Fabregas et al., 1989; Джордано и др. , 1994; Джордано, 1997; Хеллио и Ле Гал, 1998 г .; Nagase et al., 2001). Поглощение гистидина в Dunaliella tertiolecta было продемонстрировано ранее (Hellio and Le Gal 1998, 1999), но механизм захвата, личность ответственного переносчика и какие-либо эффекты на метаболизм остаются неизвестными.

Мы определили способность четырех видов Dunaliella использовать 20 протеиногенных аминокислот, поставляемых индивидуально в качестве единственного источника азота.Только четыре аминокислоты [глутамин (Gln, Q), цистеин (Cys, C), гистидин (His, H) и триптофан (Trp, W)] восстановили рост Dunaliella от азотного голодания. Добавление этих аминокислот привело к ряду уникальных изменений профиля метаболитов. Механизм, с помощью которого Dunaliella spp. получение азота из этих аминокислот также исследовалось. Мы нашли доказательства поглощения гистидина в одном штамме D. viridis ; однако остается неизвестным, как ассимилируется эта аминокислота.Напротив, глутамин, цистеин и триптофан, по-видимому, окисляются в присутствии света, обеспечивая NH 4 + , который, вероятно, транспортируется через клеточную мембрану с помощью Dunaliella spp. и ассимилируется путем GS-GOGAT.

Материалы и методы

Штаммы и условия роста

Штаммы Dunaliella , использованные в этом исследовании ( D. salina CCAP 19/18, D. viridis dumsii, D. tertiolecta CCMP 364, D.primolecta UTEX LB1000) были получены из Коллекции культур водорослей и простейших (CCAP), Национального центра морских водорослей и микробиоты (NCMA) или UTEX.

Штаммы

выращивали в колбах Эрленмейера объемом 125 мл, содержащих модифицированную среду Бен-Амоца (mBA, pH 7,5) (Ben-Amotz et al., 1989; Srirangan et al., 2015), и поддерживали в экспоненциальной фазе перед инокуляцией экспериментов по выращиванию. Все культуры (кроме тех, которые используются в анализах поглощения, см. Ниже) выращивали при 21 ° C под непрерывным холодным белым флуоресцентным светом с интенсивностью фотонов 150 мкмоль м -2 с -1 на поверхности культуры.

Эксперименты по выращиванию источников азота

Эксперименты по выращиванию источника азота проводили в периодической культуре с использованием стерилизованной фильтрованием среды mBA без азота (mBA-N) в объемах 4 мл в 12-луночных планшетах для культивирования ткани из полистирола. Плотность клеток культур Dunaliella определяли количественно с использованием автоматического счетчика клеток TC10 (Bio-Rad). Для каждой биологической повторности собирали 8 × 10 7 клеток центрифугированием при 3,441 × g в течение 2 минут.Супернатант отбрасывали, и культуры промывали mBA-N. Эти клеточные суспензии снова центрифугировали, супернатант отбрасывали и клетки повторно суспендировали в 1 мл mBA-N. Посевной материал 4,0 × 10 6 клеток в объеме 50 мкл использовали для засева каждой лунки, содержащей среду. Для культур D. salina использовали только 2 × 10 6 клеток. Клетки смешивали и регистрировали плотность каждой лунки. Затем планшеты обертывали парафильмом и выращивали в течение 144 часов в условиях, описанных выше.Через 0 и 144 ч после инокуляции культуры смешивали и определяли плотность и диаметр клеток. Для каждого штамма Dunaliella использовали четыре биологических повтора.

Транспортер мочевины и поиск ферментов

Высокоаффинный транспорт мочевины в растениях осуществляется гомологами дрожжевого переносчика мочевины DUR3 (Kojima et al. , 2006). Для поиска гомологов DUR3 Dunaliella в качестве BLAST-запросов к D.salina CCAP 19/18 и против собранных транскриптомов штамма dumsii D. viridis (Srirangan et al., 2015), D. tertiolecta CCMP 364 и D. primolecta UTEX 1000 (Matasci et al. , 2014). Взрывные попадания, которые также содержали консервативный домен PF00474, считались гомологами DUR3 (Finn et al., 2016).

Метаболизм мочевины в аммиак в организмах может осуществляться двумя разными путями. Первый состоит из никель-зависимой уреазы, производящей аммиак и диоксид углерода.Во втором методе используется карбоксилаза мочевины и аллофанатгидролаза для преобразования мочевины в аммоний и бикарбонат через промежуточный аллофанат (Fan et al., 2012). Последовательность белка уреазы из A. thaliana (TAIR: AT1G67550) и карбоксилазы мочевины (Phytozome_v11: Cre08.g360050.t1.1) и аллофанатгидролазы (Phytozome_v11: Cre08.g360100.t1.2) последовательности белка из Chlamydia (Merchant et al. , 2007) использовались в качестве запросов BLAST к D.salina CCAP 19/18 и против собранных транскриптомов штамма dumsii D. viridis (Srirangan et al., 2015), D. tertiolecta CCMP 364 и D. primolecta UTEX 1000 (Matasci et al. , 2014).

Количественное определение метаболитов

Хлорофилл

Образцы культуры объемом 1 мл собирали центрифугированием в течение 10 мин при 16000 × g . Супернатант удаляли и к оставшемуся осадку добавляли 625 мкл 100% EtOH.Образцы ресуспендировали встряхиванием и инкубировали при комнатной температуре в течение 1 ч. Образцы перемешивали каждые 15 мин, а затем центрифугировали в течение 10 мин при 16000 × g . Содержание хлорофилла измеряли как поглощение при 652 нм со 100% EtOH в качестве фонового контроля. Общее количество хлорофилла (мкг / мл -1 ) было рассчитано как A 652 /36 (36 = коэффициент экстинкции) (Arnon, 1949).

Нейтральный липид
Создание стандартов кокосового масла, используемых в калибровочной кривой

Абсолютная концентрация нейтральных липидов определялась с использованием кокосового масла в mBA, содержащем 0. 01% Tween как стандарт. Вкратце, 10 мг кокосового масла расплавляли и добавляли к 5 мл mBA, содержащего 0,2% твин (2000 мкг мл -1 ), и обрабатывали ультразвуком в течение 20 минут с использованием ультразвукового разрушителя клеток Microson, установленного на 5 Вт. Обработанный ультразвуком раствор кокосового масла разбавляли mBA, содержащим 0,05% твин (500 мкг мл -1 ), и обрабатывали ультразвуком еще 20 мин при 5 Вт. Стандарты кокосового масла 5–100 мкг / мл -1 были приготовлены из свежеприготовленных 500 мкг / мл исходных запасов кокосового масла -1 путем серийного разбавления с использованием mBA, содержащего 0.01% Твин.

Количественное определение нейтральных липидов

Накопление нейтральных липидов было количественно определено с использованием Nile Red (9-диэтиламино-5H-бензо (α) феноксазин-5-он; Sigma – Aldrich, США) по методу Элси с модификациями (Elsey et al., 2007). Свежеприготовленный 0,78 мМ нильский красный в ацетоне добавляли до конечной концентрации 0,26 мкМ в каждой клеточной культуре или стандарте кокосового масла и перемешивали. Каждую полученную суспензию разделяли на три повтора по 200 мкл в микропланшете из полистирола и считывали считывающим устройством для микропланшетов с использованием возбуждения флуоресценции 485 нм и эмиссии 590 нм.Перед считыванием образцы инкубировали в темноте в течение приблизительно 15 минут. Стерильные mBA, а также mBA, содержащие 0,01% твин, использовали в качестве фоновых контролей для клеточных культур и стандартов кокосового масла соответственно.

Количественное определение углеводов

Общая концентрация углеводов определялась методом Дюбуа, измененным для использования в 96-луночном планшете (Dubois et al., 1956). 0,5 мл каждой клеточной культуры центрифугировали 10 мин при 16000 × g . Супернатант удаляли, и клетки лизировали в 0.5 мл дистиллированной H 2 O. Стандарты сахарозы от 5 до 500 мкг мл -1 были приготовлены в дистиллированной H 2 O. Каждый стандарт или образец разделяли на аликвоты по 40 мкл в трех экземплярах в 96-луночных планшетах из прозрачного полистирола. Кристаллический фенол в H 2 O был свежеприготовлен до концентрации 5% мас. / Об., И 40 мкл добавляли к каждому образцу и перемешивали. Через 15 минут добавляли 200 мкл 95–98% серной кислоты, и образцы сразу 20 раз перемешивали пипетированием. Планшеты охлаждали до комнатной температуры. Данные количественно определяли путем измерения поглощения при 490 нм с использованием считывающего устройства для микропланшетов.

Растворимый белок

Экстракция и количественное определение растворимого белка проводили, как описано ранее, с модификацией (Srirangan et al., 2015). Для повторной экстракции β-меркаптоэтанол не использовали.

Количественное определение свободного NH 4 + в питательной среде

Свободный NH 4 + в среде для выращивания определяли количественно с использованием фенатного метода, измененного для использования со средой mBA в 96-луночном планшете (Eppley et al., 1969). NH 4 + стандарты от 5 до 2000 мкг мл -1 были получены с использованием NH 4 Cl в mBA-N. Каждый образец или стандарт NH 4 + добавляли в трех экземплярах аликвотами по 50 мкл в 96-луночный микропланшет. К каждой аликвоте добавляли 40 мкл 20% (мас. / Об.) Кристаллического фенола в EtOH и 40 мкл 0,5% (мас. / Об.) Нитропруссида натрия в дистиллированном H 2 0 и перемешивали. 10 мл раствора 20% (мас. / Об.) Цитрата натрия и 2% NaOH в дистиллированной H 2 O объединяли с 3,5 мл коммерческого отбеливателя (7,25% гипохлорита натрия) и к каждому добавляли 70 мкл полученного раствора. хорошо и сразу перемешать 10 раз.Планшеты проявляли 1 ч в темноте. Свободный NH 4 + определяли количественно путем измерения поглощения при 630 нм.

Анализы поглощения

Анализы поглощения аминокислот для Dunaliella spp. были изменены из дрожжевого протокола (Su et al., 2004). Вкратце, 50 мл культур Dunaliella в mBA поддерживали в камере для выращивания Conviron (номер модели ATC60) в условиях длинного дня (16 часов света / 8 часов темноты, 22 ° C / 18 ° C, соответственно) и 135 мкмоль фотонов. m -2 с -1 в экспоненциальной фазе перед инокуляцией ростовой среды, содержащей различные источники азота.Из каждой ростовой среды либо 5 × 10 7 (фиг. 5A), либо 2 × 10 8 (фиг. 5B) клеток собирали центрифугированием и суспендировали в 1 мл mBA-N. Каждую клеточную суспензию распределяли на аликвоты по 100 мкл. Аликвоты выдерживали на льду до тех пор, пока к каждой суспензии не добавляли 10 мкл 1 М глюкозы, после чего клетки смешивали и инкубировали в течение 5 минут под холодным белым флуоресцентным светом при 25 ° C (40 мкмоль фотонов м -2 с -1 ). Растворы для захвата были приготовлены путем смешивания немеченой аминокислоты (конечная концентрация 1 мМ) с двумя микролитрами следующих меченых аминокислот в мКи / мл -1 : L-цистин [3,3′- 14 C], L-гистидин [2,5- 3 H] и L-глутамин [3,4- 3 H (N)].Раствор для захвата смешивали с аликвотами инкубированных клеток, получая конечную удельную активность ~ 91 нКи мкл -1 . Порцию каждого образца (50 мкл) отбирали в несколько временных точек и добавляли к 5 мл 1 М NaCl на коллекторе фильтрации DHI (CAT # EQU-FM-10X20-SET), снабженном стеклянными фильтрами 24 мм (Whatman CAT # 1822-024). Раствор удаляли с помощью вакуума и промывку повторяли еще два раза 5 мл 1 М NaCl. Фильтры, содержащие клетки, загружали в сцинтилляционные флаконы, в каждый сцинтилляционный флакон добавляли 500 мкл коммерческого отбеливателя (5% гипохлорит натрия).Радиоактивность в каждом флаконе измеряли с помощью сцинтилляционного счетчика Beckman-Coulter (Многоцелевой сцинтилляционный счетчик LS6500).

ЯМР

Рост и сбор

Культуры, используемые для ЯМР-детекции метаболитов, помещали в стеклянные колбы Эрленмейера на 3 л, содержащие 1 л питательной среды. После начального периода увеличения масштаба клетки, используемые для инокуляции, смешивали один раз в день и поддерживали в экспоненциальной фазе. Для проведения каждого эксперимента по выращиванию, который необходимо проанализировать с помощью ЯМР, 4. 0 × 10 9 клеток собирали центрифугированием при 10000 × g в течение 15 мин. Супернатант удаляли и клетки промывали mBA-N. Затем клетки ресуспендировали в 1 л свежеприготовленной питательной среды с добавлением 5 мМ Gln. Осадки клеток и отработанные среды либо немедленно собирали для экстракции ( T = 0), либо выращивали в 3-литровых колбах в течение 24 или 48 часов перед сбором. Осадки клеток собирали центрифугированием при 10000 × g в течение 15 мин. Полученный супернатант отработанной среды немедленно замораживали при -80 ° C.Остаток супернатанта сливали, а оставшийся осадок клеток дважды промывали 1 М NaCl. Осадки влажных клеток немедленно замораживали при -80 ° C.

Экстракция метаболитов

Метаболиты экстрагировали из осадка клеток ацетонитрилом (Neumuller et al., 2013). Вкратце, гранулы водорослей экстрагировали 54% -ным раствором ацетонитрила в дистиллированной H 2 О. Каждую экстракцию подвергали 3 циклам замораживания-оттаивания с использованием жидкого азота и водяной бани 55 ° C. Затем экстракты центрифугировали при 4000 × g в течение 5 мин.Полученный супернатант собирали в конический сосуд на 50 мл, а оставшийся осадок повторно экстрагировали 4 мл 60% ацетонитрила. Повторную экстракцию центрифугировали при 4000 × g в течение 5 мин и полученный супернатант объединяли с предыдущим супернатантом. Затем этот объединенный супернатант замораживали при -80 ° C.

1 H ЯМР-спектроскопия

Водоросли, экстрагированные ацетонитрилом: водой (3: 2), сушили на скоростном вакууме (Thermo-Fisher) и хранили при -80 ° C до анализа ЯМР.Экстрагированный порошок повторно суспендировали в 600 мкл D 2 O, содержащего 0,1 мМ триметилсилил-2,2,3,3-тетрадейтеропропиониновой кислоты (TSP) и 1 мМ формиата, и пипеткой переносили в 5-миллиметровую пробирку для ЯМР для последующего высокого разрешения. ЯМР-анализ. 1D одноимпульсные спектры Н-ЯМР 1 с предварительным насыщением водой были получены при времени рециркуляции 4 с с использованием 14,1 Тл Varian INOVA (частота 600 МГц, 1 H, Varian Instruments, Пало-Альто, Калифорния, США), оснащенного 5 мм датчик косвенного обнаружения.

Спектральный анализ ЯМР и идентификация метаболитов

Все спектры ЯМР обрабатывали с использованием программного обеспечения ACD / 1D NMR Manager (версия 12.0; Advanced Chemistry Development, Inc., Торонто, Онтарио, Канада). Импортированные FID были заполнены нулями до 64 000 точек, а перед преобразованием Фурье применялось экспоненциальное расширение линии на 0,3 Гц. Спектры корректировали по фазе и базовой линии и относили к пику TSP при 0,00 ppm.

Идентификацию метаболита

выполняли путем сравнения спектральных идентификаторов ЯМР (химические сдвиги, отношения площадей пиков, множественность пиков, константы связывания) сравнивали с базами данных метаболомного ЯМР [База данных метаболомов человека; University of Wisconsin] и известным продуктам распада глутамата, таким как пироглутамат (Abraham and Podell, 1981).Количественное определение метаболитов определяли с использованием программного обеспечения Chenomx (версия 5.1; Chenomx Inc., Эдмонтон, штат АБ, Канада), как описано ранее (Dewar et al. , 2010).

UPLC-MS Определение содержания аминокислот

Аминокислотный состав клеток D. viridis определяли с использованием 8 мл культуры, выращенной в течение 144 часов. Образцы центрифугировали 10 мин при 16000 × g . Супернатант удаляли и клетки лизировали в 400 мкл дистиллированной воды. Лизаты клеток хранили при -20 ° C до дериватизации.Для анализа общего содержания аминокислот 50 мкл замороженных лизатов клеток размораживали и гидролизовали с использованием пробирок для вакуумного гидролиза объемом 1 мл (Life Technologies), содержащих 400 мкл 6 н. HCl с 0,02% β-меркаптоэтанолом. Гидролиз проводили в вакууме при 105 ° C в течение 20 ч и прекращали, используя 400 мкл 6 н. NaOH.

Клеточные лизаты и гидролизованные клеточные лизаты были отдельно дериватизированы с помощью AccQ — Tag (Waters). Дериватизированные образцы обрабатывали в системе Waters UPLC в режиме обращенной фазы. Стандартные кривые для каждой аминокислоты и аммония были построены с использованием стандартов аминокислот от Sigma Aldrich (Каталожный номер. : AA-S-18) для рабочего диапазона от 0 до 50 мМ.

Экспериментальное воспроизведение и статистическая обработка

Для всех представленных данных использовалось не менее трех биологических повторов. Статистический анализ выполнен в Microsoft Excel. Тест Стьюдента t использовался для всех сравнений между двумя средними значениями. HSD Тьюки использовался для установления значимых группировок при выполнении множественных сравнений.

Результаты

Dunaliella spp. Восприимчивы к отравлению аммонием и различаются по способности использовать мочевину

Был проведен скрининг, чтобы определить, могут ли различные органические и неорганические азотные субстраты поддерживать рост D.viridis (рисунок 2). Два неожиданных результата этого скрининга питательных веществ заключались в том, что (i) мочевина не поддерживала рост D. viridis и (ii) NH 4 + более 1 мМ в целом подавляла или была токсична для всех Dunaliella . испытанные виды (рисунок 3 и таблица 1). Другие виды Dunaliella могли расти до высокой плотности при добавлении мочевины, а также обладали последовательностью гена, кодирующей вероятные переносчики и ферменты, необходимые для утилизации мочевины (Таблица 1).Напротив, у D. viridis отсутствовала какая-либо доступная последовательность, которая могла бы кодировать переносчик мочевины, а также, по-видимому, не было достаточного набора ферментов, необходимых для превращения мочевины (Таблица 1). NH 4 + выше 2 мМ оказывал ингибирующее действие независимо от тестируемых видов, ситуация ранее наблюдалась только у D. tertiolecta (рис. 3; Chen et al., 2011). Рибонуклеозиды и мономеры азотистых оснований также оценивались как источник азота, но они не спасли рост азотного голодания D.viridis (дополнительный рисунок S1).

РИСУНОК 2. Рост Dunaliella viridis , дополненный азотными субстратами. Анализировали разницу в средней плотности клеток между культурами, выращенными на разных источниках азота, и в контроле азотного голодания (mBA-N). Культуры выращивали в течение 144 часов на mBA-N, содержащем 5 мМ каждого из указанных выше питательных веществ (0,5 мМ использовали для NH 4 Cl). Планки погрешностей представляют собой одно стандартное отклонение.Достоверные различия относительно контроля без добавок mBA -N оценивали с помощью двустороннего парного теста Стьюдента t -тест при p ≤ 0,05 ( ∗ ), p ≤ 0,01 ( ∗∗ ) и р ≤ 0,001 ( ∗∗∗ ). Для анализа использовали четыре биологических повтора.

РИСУНОК 3. Рост Dunaliella spp. с использованием NH 4 Cl в качестве единственного источника азота. Общая плотность клеток культур, выращенных в течение 144 часов на mBA-N, содержащем NH 4 Cl при различных концентрациях (в мМ). Средняя плотность клеток была измерена в четырех биологических повторностях. Планки погрешностей представляют собой одно стандартное отклонение. Значительный рост по сравнению с контролем без добавок mBA -N оценивался с помощью двустороннего парного теста Стьюдента t -тест при p ≤ 0,05 ( ∗ ), p ≤ 0,01 ( ∗∗ ), и p ≤ 0,001 ( ∗∗∗ ).Для анализа использовали четыре биологических повтора.

ТАБЛИЦА 1. Вариация способности Dunaliella spp. использовать мочевину в качестве источника азота.

Клетки Dunaliella растут на четырех аминокислотах в качестве единственного источника азота

Наш скрининг показал, что по сравнению с контролем азотного голодания культуры D. viridis могут достигать высокой плотности клеток при добавлении аминокислот Gln, His, Cys и Trp (рисунки 2, 4 и таблица 2).Остальные 16 протеиногенных аминокислот либо не оказывали заметного влияния на рост, либо вызывали небольшое снижение конечной плотности клеток. Однако глицин был исключением при одном условии. Когда глицин (5 мМ) смешивали с KNO 3, культуры (5 мМ) имели конечную плотность клеток и продуктивность нейтральных липидов почти на 50% больше, чем культуры, выращенные только с KNO 3 (дополнительный рисунок S2). Этот первоначальный экран источника азота был расширен за счет включения трех других видов Dunaliella (D.salina, D. tertiolecta, D. primolecta ). Мы обнаружили, что все четыре вида стабильно достигали более высокой плотности клеток, чем контрольные группы, страдающие азотным голоданием, когда получали Gln, His, Cys, Trp (Таблица 2). Как и для D. viridis , остальные 16 протеиногенных аминокислот не оказали заметного влияния на рост.

РИСУНОК 4. Продуктивность метаболитов и содержание D. salina и D. viridis. Сокращения: + (mBA), — (mBA -N), W (триптофан), H (гистидин), Q (глутамин), C (цистеин). Объемная продуктивность (левый столбец) растворимого белка (A) , нейтральных липидов (B) , общих углеводов (C) и плотности клеток (D) культур, выращенных в течение 144 часов. Содержание в клетках растворимого белка (E) , нейтральных липидов (F) , общих углеводов (G) и хлорофилла (H) выражается относительно культур, дополненных KNO3 (mBA), которые используются в качестве справки (100%). Планки погрешностей представляют собой одно стандартное отклонение.Указаны статистически значимые группы населения (a, b, c, d, e; HSD Тьюки; α ≤ 0,05). Для анализа использовали четыре биологических повтора.

ТАБЛИЦА 2. Рост четырех штаммов Dunaliella , дополненных Gln, Cys, His и Trp.

Наличие азота и добавок аминокислот изменяет накопление метаболитов Dunaliella spp. в особом виде

Наблюдались различия в уровне метаболитов, накопленных клетками каждого вида Dunaliella , что было значительным как при сравнении между видами, так и при сравнении обработок добавками азота (рис. 4).В то время как азотное голодание обычно ассоциировалось с более низкой плотностью клеток и снижением содержания хлорофилла, голодные по азоту D. salina и D. viridis накапливали разные уровни метаболитов, запасающих углерод, и белка (рис. 4). Недостающие азотом культуры как D. salina , так и D. viridis накапливали большее количество нейтральных липидов на клеточной основе, но клеток D. viridis накапливали примерно в пять раз больше нейтральных липидов, чем контроли, получавшие KNO3.Клетки D. salina накапливали примерно в три раза больше углеводов при азотном голодании, тогда как уровни углеводов не изменились в клетках D. viridis , подвергнутых такой же обработке (Фиг.4). Обилие клеточного белка было значительно ниже во время азотного голодания у D. salina , но не у D. viridis .

Добавка

Gln, His, Cys и Trp изменяла профили метаболитов Dunaliella видоспецифическим образом (рис. 4).Хотя добавление каждой из четырех аминокислот восстановило рост Dunaliella , цвет этих культур часто отличался по сравнению с контрольными KNO 3 (дополнительный рисунок S3). Это изменение цвета было очевидным даже при сравнении культур с эквивалентной плотностью клеток. Следовательно, каждая аминокислота изменяла профиль метаболитов видов способами, уникальными как для контрольных, так и для других аминокислот.

Добавление

Gln дало конечную плотность клеток и содержание клеточного белка, которые были почти такими же высокими, как контроль KNO 3 (рис. 4).Однако и для D. viridis , и для D. salina содержание хлорофилла в культурах, дополненных Gln, как правило, было ниже, а культуры с добавлением Gln D. viridis были заметно желтыми (дополнительный рисунок S3). По сравнению с контролями KNO 3 , культуры с добавлением Gln имели почти двойное содержание клеточных углеводов и, следовательно, производили по крайней мере на 50% больше углеводов в целом. Gln также был связан с двукратным повышением уровня продукции триацилглицерина клетками у D.viridis (рисунок 4).

Хотя культуры с добавлением Cys не росли так же хорошо, как культуры с добавлением Gln, они накапливали аналогичные уровни метаболитов (Рисунок 4). Как и культуры Gln, культуры с добавлением Cys также были явно желтыми (дополнительный рисунок S3). Нейтральные липиды, углеводы и хлорофилл присутствовали на эквивалентных уровнях в обеих обработках у D. viridis . Однако добавление Cys приводило к более высокому содержанию клеточного белка, чем культуры Gln или KNO 3 (рис. 4).

Скорость роста культур Dunaliella с добавкой His оставалась низкой для всех тестируемых видов (таблица 2). Уровни белка в культурах, получавших His, были лишь незначительно выше, чем в контроле, лишенном азота (фигура 4). Как и в случае с добавкой Gln и Cys, культуры с добавлением His имели низкое содержание хлорофилла, что приводило к желтоватому виду (дополнительный рисунок S3).

Trp, добавленное в питательную среду, приобрело яркий оранжевый цвет после инкубации в течение нескольких дней и воздействия света (дополнительный рисунок S3).Этот эффект также наблюдался в стерильных средах. Культуры, дополненные Trp, часто были загрязнены бактериями [данные не показаны], чего никогда не наблюдалось для других аминокислот. Данные могли быть получены только для культур, которые прошли строгую процедуру отбора для выделения культур, свободных от контаминирующих бактерий (дополнительные методы). Культуры с добавкой Trp были уникальны тем, что уровни как белка, так и хлорофилла, как правило, были самыми высокими при этих обработках (рис. 4). В то время как добавка Trp незначительно увеличивала содержание углеводов до D.salina , он снизил содержание нейтральных липидов в клетках D. viridis до 31% в клетках, питавшихся KNO 3 . Культуры, питаемые Trp, продуцировали одну пятую объема нейтральных липидов по сравнению с контролями KNO 3 . Этот эффект не наблюдался у других видов, но имел место, даже если D. viridis одновременно культивировали с KNO 3 и Trp (дополнительный рисунок S2).

Свидетельства путей ассимиляции аминокислот

Механизм, с помощью которого Dunaliella spp.способность получать азот из аминокислот His, Gln, Trp и Cys была исследована с использованием экотипа D. viridis в качестве модели. Пути, поддерживаемые предшествующей литературой, включают транспорт аминокислот через клеточную мембрану и выделение NH 4 + , отделенных от аминокислот либо химическими методами абиотического окисления, либо активностью дезаминирующего фермента (Kirk and Kirk, 1978a; Abraham and Podell , 1981; Паленик, Морель, 1990, 1991; Грачанин и др., 2009).

Поглощение радиоактивно меченного Gln, цистина и His D.viridis измеряли в течение 120 мин (рис. 5А). Цистин использовался в качестве заместителя для Cys из-за относительной нестабильности Cys, который быстро окисляется до цистина в водном растворе (Kendall and Nord, 1926). Не было обнаружено захвата цистина или Gln, только His был значительно поглощен. Это было верно, даже если культура, используемая для анализа поглощения, испытывала недостаток азота в течение 72 ч до анализа (данные не показаны). Поглощение меченого радиоактивным изотопом His было приблизительно линейным в течение 20 мин (рис. 5В).

РИСУНОК 5. Поглощение радиоактивно меченных аминокислот D. viridis. (A) Накопление L-цистина [3,3′- 14 C], L-гистидина [2,5- 3 H] и L-глутамина [3,4- 3 H (N)] в клетках D. viridis через 20 и 120 мин при введении 1 мМ аминокислот. (B) Динамика кинетики захвата L-гистидина [2,5- 3 H] при 1 мМ в mBA-N. Показаны средние значения ± стандартная ошибка трех биологических повторов.

Степень продукции NH 4 + стерильными His, Gln, Glu, Cys и Trp-содержащими средами оценивали с использованием тех же световых и температурных условий, которые используются для роста культур Dunaliella . Среды Gln, Cys и Trp генерировали возрастающие концентрации NH 4 + с течением времени (рис. 6). Напротив, среда, содержащая His, давала первоначально высокий сигнал, но кажущаяся концентрация NH 4 + в этой среде существенно не изменилась со временем. Glu использовали в качестве контроля, и он не произвел никакого определяемого количества свободного NH 4 + .

ЯМР-спектры среды использовали для выяснения судьбы Gln в культуре. Израсходованная среда из D. viridis , культивированная с mBA-N, содержащим Gln, показала, что пики, соответствующие Gln, присутствовали во всех временных точках, и что абсолютное значение этих пиков существенно не изменилось (Фиг.7). Однако набор пиков, соответствующих пироглутамату, отчетливо проявляется через 24 часа, а сила этого сигнала увеличивается через 48 часов (Рисунок 7).Расчетная скорость образования пироглутамата в этом эксперименте была значительно выше, чем полученная для абиотического производства NH 4 + из Gln-содержащих сред (Фигуры 6, 7).

РИСУНОК 7. Спектральный анализ отработанной питательной среды, содержащей глутамин. (A) Часть спектра ЯМР, очерчивающая положение C4 глутамина и его соединения циклического разложения, пироглутамата. (B) Динамика образования пироглутамата в отработанной среде.Показаны средние значения ± стандартное отклонение трех независимых повторов. (C) Схема реакции окисления глутамина в водном растворе в окислительных условиях.

Содержание аминокислот в Dunaliella viridis

Аминокислотное содержание D. viridis было получено для того, чтобы установить, какая часть биомассы может быть переработана с использованием Gln, His, Trp и Cys в качестве добавки к удобрению. Было небольшое изменение общего содержания аминокислот в D.viridis даже между культурами, обедненными азотом, и культурами, дополненными KNO3 (таблица 3). Сумма относительных фракций Gln, His, Trp и Cys составляла не более 16% от общей фракции аминокислот.

ТАБЛИЦА 3. Содержание аминокислот в D. viridis.

Обсуждение

Мы исследовали потенциал использования аминокислот и других органических и неорганических источников азота для поддержки роста четырех видов из рода Dunaliella . D. viridis был единственным видом, который однозначно не использовал мочевину в качестве источника азота, вероятно, потому, что экотип dumsii, использованный в этом исследовании, не обладает переносчиком мочевины или аллофанатгидролазой (Таблица 1). В отличие от предыдущих отчетов, мы обнаружили, что Dunaliella spp. чувствительны к токсичности NH 4 + выше 1 мМ (рис. 3).

Четыре аминокислоты поддерживали рост видов Dunaliella : Gln, Cys, His и Trp. Основываясь на их существовании у других водорослей, мы исследовали три возможных пути, по которым Dunaliella spp.может получать азот из Gln, Cys, His и Trp (рис. 8). Не было получено никаких доказательств, подтверждающих существование внеклеточной аминокислотной оксидазы у Dunaliella spp., И только His показал доказательство поглощения через клеточную мембрану. Gln, Cys и Trp высвобождают NH 4 + посредством абиотического процесса, в результате которого Dunaliella spp. клетки, вероятно, транспортируют и используют в качестве источника азота.

РИСУНОК 8. Пути получения азота из аминокислот Dunaliella spp. Постулируемые пути, по которым азот из аминокислот может быть получен Dunaliella spp. из питательной среды. (1) Абиотическая деградация, приводящая к образованию NH 4 + , может происходить путем нуклеофильной атаки первичных аминов кислородом воздуха, катализируемой присутствием тепла и света. Высвобожденный NH 4 + может проникать через клеточную мембрану через транспортный белок в клетку, где он ассимилируется через путь GS-GOGAT. (2) Ферментативная деградация аминокислот может происходить, если виды Dunaliella обладают ферментом, аналогичным белку LAO1 C.reinhardtii или другой аналогичный белок. Фактически этот путь высвобождает NH 4 + , который ассимилируется, как и в пути 1. (3) Транспорт аминокислот через клеточную мембрану опосредуется переносчиком. Попав внутрь клетки, аминокислоты могут быть ферментативно разложены либо путем преобразования в другие аминокислоты посредством трансаминирования, либо путем высвобождения и последующей ассимиляции NH 4 + .

Dunaliella viridis не имеет необходимых генов как для транспортеров мочевины, так и для аллофанатгидролазы

Dunaliella viridis не может использовать мочевину в качестве источника азота (рисунок 2 и таблица 1).Это контрастирует с другими видами Dunaliella , которые восстанавливают рост при добавлении мочевины (таблица 1; Hellio and Le Gal 1998, 1999). Использование мочевины в качестве источника азота требует как минимум двух компонентов: поглощения мочевины через мембранный транспортный белок и последующее ферментативное расщепление до HCO 3 — / CO 2 и NH 4 + (Fan et al. ., 2012). NH 4 + , высвобождаемый этими двумя видами активности, затем может быть ассимилирован через путь GS-GOGAT.Поэтому мы исследовали геномы каждого вида Dunaliella на наличие последовательности, кодирующей предполагаемые переносчики мочевины, уреазу, карбоксилазу мочевины и аллофанатгидролазу. Никаких предсказанных белков, подобных переносчикам мочевины, не удалось обнаружить в доступных геномных ресурсах для D. viridis (Таблица 1). Однако последовательности, предположительно кодирующие эти переносчики, могут быть идентифицированы у других видов Dunaliella . Обследованные видов Dunaliella не содержат кодирующих последовательностей для уреазы (таблица 1). D. salina, D. tertiolecta и D. primolecta содержат последовательности для карбоксилазы мочевины и аллофанатгидролазы, в то время как D. viridis содержит последовательность только для карбоксилазы мочевины (Таблица 1). D. salina, D. tertiolecta и D. primolecta растут при добавлении мочевины в качестве единственного источника азота и обладают тремя необходимыми белками, которые обеспечивают получение и метаболизм мочевины. Напротив, этот конкретный экотип D. viridis , вероятно, не может использовать мочевину, поскольку он не обладает транспортером для переноса мочевины через клеточную мембрану для последующей ассимиляции.Даже если у D. viridis был неизвестный белок, способный к транспорту мочевины, он мог бы преобразовать мочевину в аллофанат, но не смог бы завершить преобразование в аммоний и бикарбонат, если бы он не обладал неизвестным или альтернативным ферментом, спасающим активность аллофанатгидролазы.

Одно предостережение заключается в том, что геномные ресурсы, доступные для D. viridis , полностью получены из секвенирования РНК. МРНК переносчика мочевины и аллофанатгидролазы, возможно, не были захвачены в образцах, используемых для секвенирования.Мы исследовали присутствие генов переносчика мочевины и аллофанатгидролазы в геномной ДНК D. viridis с использованием консенсусных праймеров, полученных из последовательности других Dunaliella spp. Гены предполагаемого переносчика мочевины или аллофанатгидролазы не были амплифицированы из геномной ДНК D. viridis с использованием D. salina, D . tertiolecta и D . primolecta геномная ДНК в качестве положительного контроля (данные не показаны). Поэтому маловероятно, что D.viridis обладает последовательностью, кодирующей эти два гена.

Карбоксилаза мочевины, аллофанатгидролаза и переносчик мочевины последовательно сгруппированы вместе в геноме D. salina . Такое расположение генов также отражено в хромосоме 8 генома C. reinhardtii (Merchant et al., 2007) и каркасе 3 Volvox carteri (Prochnik et al., 2010), оба вида в отряде Chlamydomonadales вместе с Дуналиелла . Если это синтеническое отношение сохраняется в порядке Chlamydomonadales, этот блок генов мог быть удален в D.viridis .

NH 4 + Токсичность зависит от экспериментальной методологии

Хотя NH 4 + является полезным источником азота для фотосинтезирующих организмов, он также токсичен при высоких концентрациях. Токсичность NH 4 + обусловлена ​​развязывающим эффектом равновесия NH 4 + / NH 3 , которое может нарушать мембранные протоны и градиенты заряда (Krogmann et al., 1959). Удивительно, но добавка NH 4 + к культурам Dunaliella , использованным в этом исследовании, токсична при концентрациях ниже, чем ранее сообщалось, как подходящие (5 мМ) (Рисунок 3; Giordano et al., 1994; Джордано, 1997). Вместо этого мы обнаружили максимумы роста около Dunaliella spp. при 1 мМ NH 4 Cl, причем более высокие концентрации вызывают ингибирование роста или гибели клеток. Поэтому необходимо понимать, какие факторы влияют на способность некоторых видов Dunaliella spp. переносить это питательное вещество лучше других. Однако существует несколько ключевых различий в методах культивирования Dunaliella spp. между нашим и предыдущими исследованиями, которые могут объяснить это несоответствие.

Акклимация Dunaliella spp. присутствие NH 4 + может повлиять на способность этих организмов противостоять эффектам градиентной развязки. Dunaliella spp. имеют длительный жизненный цикл (0,47–1,22 деления в 24 ч) (Oren, 2005), и поэтому может потребоваться значительное время для изменения генетического и белкового механизма при первом воздействии NH 4 + . Предыдущие исследования с участием более высоких количеств NH 4 + существенно отличались от наших в том, что используемые культуры Dunaliella были акклиматизированы к NH 4 Cl в качестве единственного источника азота до начала экспериментов (Gi

Причины , Эффекты и решения проблемы исчезающих видов

«Живые дикие виды подобны библиотеке непрочитанных книг.Наше неосторожное уничтожение их сродни сожжению этой библиотеки, даже не прочитав ее книг ».

John Dingell

Вымирающий вид может быть определен как вид, который, скорее всего, исчезнет в ближайшем будущем. Количество видов, находящихся под угрозой исчезновения, со временем резко возросло.

По данным Международного союза охраны природы, в то время как в 1998 году 1102 животных и 1197 растений были отнесены к категории находящихся под угрозой исчезновения, к 2012 году это число увеличилось до 3079 животных и 2655 растений.

Если эта тенденция сохранится, мы потеряем много видов в ближайшем будущем. Чтобы предотвратить это, правительства и другие учреждения по всему миру пытаются спасти исчезающие виды с помощью таких мер, как создание охраняемых территорий или запрет охоты.

Далее анализируются причины, следствия, примеры, а также решения, касающиеся проблем исчезающих видов.

Непосредственной угрозы выживанию этого вида нет.

E.г. морской крокодил, оливковый бабуин, бурый медведь, тростниковая жаба, сизый голубь, домовая мышь, пальмовый какаду, лебедь-шипун, краснохвостый ястреб.

Виды этой категории могут оказаться под угрозой исчезновения в ближайшем будущем.

Например, императорский гусь, американский бизон, гривистый волк, маргай, пампасный кот, полосатая гиена, тигр, акула

Высокий риск опасности в среднесрочной перспективе.

Например, Африканский леопард, карп, гепард, золотой хомяк, синий журавль, мандрил, як, большая белая акула

Высокий риск исчезновения в ближайшем будущем.

Например, Африканский пингвин, бенгальский тигр, синий кит, гигантская выдра, серый попугай, горная горилла, тахи, вулканический кролик, китовая акула

Чрезвычайно высокий риск исчезновения в самом ближайшем будущем.

Например, Арабский леопард, азиатский гепард, аксолотль, черный носорог, флоридская пантера, пещерная рыба Алабамы, морская черепаха-ястреб, красный волк, западная низменная горилла

Уже вымерли в естественной среде обитания, но есть некоторые особи, которые живут в неволе.

E.г. Гуамский рельс, гавайская ворона, ятаган орикс, голубь Сокорро, южно-китайский тигр, вайомингская жаба, Гуамский зимородок

На планете не осталось ни одной живой особи этого вида.

Например, сиг, каспийский тигр, кугуар восточная, додо, гагар, яванский тигр, валлаби-туллаби, калифорнийский медведь гризли, гуамская мухоловка, странствующий голубь

  1. Разрушение местообитаний
  2. Изменение естественных условий жизни
  3. Охота
  4. Рыболовство
  5. Загрязнение
  6. Недостаточная скорость воспроизводства
  7. Инвазивные виды
  8. Генетика
  9. Болезни

  10. 3 Конфликт между дикой природой и животными

Человечество расширяет свою инфраструктуру, чтобы создать больше места для поселений, а также для добычи драгоценных материалов из земли.

Однако, поступая таким образом, многие животные и растения, которые жили в нетронутой природе, в настоящее время подвергаются неблагоприятному влиянию человеческого поведения, поскольку их естественная среда изменяется или даже разрушается.

Таким образом, многим животным и растениям приходится искать новые дома, иначе им грозит исчезновение.

Из-за изменений естественных условий жизни животные и растения могут оказаться не в состоянии адаптироваться к этим новым условиям должным образом и, следовательно, окажутся под угрозой исчезновения и в конечном итоге могут даже исчезнуть.

Например, из-за глобального потепления температура воды в озерах и реках может повыситься. Таким образом, уровень кислорода, вероятно, снизится, а животные и растения могут погибнуть из-за недостатка кислорода.

Незаконная охота и браконьерство по-прежнему являются большой проблемой и могут привести к исчезновению целых видов. Поскольку люди жадны и часто хотят заработать как можно больше денег, они убивают животных только для того, чтобы получить их драгоценные части, такие как слоновая кость или мех.

Если эти животные не будут должным образом защищены правительством или другими агентствами, они станут легкой мишенью и в конечном итоге вымрут.

Другая причина, которая может привести к опасности для видов, — чрезмерный вылов рыбы. Поскольку население нашей планеты потребляет большое количество рыбы, для удовлетворения этого спроса приходится вылавливать много рыбы.

Рыб, которые люди любят употреблять в пищу, может превратить их в вымирающий вид. Например, атлантическая треска находится в красном списке МСОП.

Промышленная революция и наша возросшая потребность в потреблении привели к увеличению многих различных форм загрязнения.Кислотные дожди, загрязнение воды, загрязнение воздуха и другие виды загрязнения могут нанести чрезвычайно неблагоприятный вред многим видам. Если они не смогут адаптироваться к более высоким уровням загрязнения, им грозит опасность вымирать.

Некоторые виды очень стремятся к размножению, другие просто ленивы. Это может вызвать большие проблемы, особенно для животных с низким уровнем воспроизводства, поскольку они, скорее всего, не смогут поддерживать свой вид.

Более того, для некоторых видов требуется довольно много времени, прежде чем они вообще смогут воспроизводиться.Это также может привести к тому, что вид окажется под угрозой исчезновения или даже исчезнет.

Инвазивные виды могут оказывать неблагоприятное воздействие на местные виды, поскольку, с одной стороны, они могут переносить болезни, с которыми местные виды не могут бороться. С другой стороны, инвазивные виды могут вытеснить местные виды, и, таким образом, местные виды могут оказаться под угрозой исчезновения.

Животные с низкой генетической изменчивостью подвергаются большему риску исчезновения, чем животные с высокой генетической изменчивостью. Причина этого в том, что животные с низкими генетическими вариациями потенциально могут быть уничтожены одной большой эпидемией.

Из-за низкой генетической изменчивости все животные этого вида будут поражены этой болезнью и, скорее всего, не смогут вообще с ней бороться. Более того, адаптация к новым условиям жизни будет труднее, если животные имеют низкую генетическую изменчивость, поскольку они будут более чувствительны к изменившимся условиям жизни.

От эпидемических заболеваний страдают не только люди, но и животные. Такие болезни, как лихорадка Эбола, могут стать причиной тысяч смертей среди определенных видов, например обезьян, и, следовательно, резко сократить их численность.В худшем случае эпидемии могут привести к вымиранию целых видов, если животные обитают только в одном регионе и, таким образом, могут пострадать от смертельной угрозы.

Высокоспециализированные животные или растения с большей вероятностью окажутся под угрозой исчезновения или исчезнут, поскольку они совершенно не гибки в своих условиях жизни. Изменения в условиях жизни могут быть вызваны глобальным потеплением или другими неблагоприятными последствиями, которые могут произойти со временем.

Небольшие изменения в их естественной среде обитания могут заставить животных двигаться или даже погибнуть, поскольку они, вероятно, не смогут адаптироваться к новым условиям.

Поскольку население нашей планеты растет, нам нужно все больше и больше площадей для поселений, чтобы строить дома и другую инфраструктуру. Чтобы получить это место для поселения, часто необходимо вырубать леса или вторгаться в другие места обитания, которые в настоящее время используются животными. Эти животные потеряют жизненное пространство, что может вынудить их переехать в другие районы.

Если они не найдут другой подходящей среды обитания, велика вероятность того, что популяция животных сократится. Более того, в местах обитания таких животных, как волки или медведи, люди часто боятся встретить таких животных.Они часто выступают за сокращение популяции этих животных, поскольку в глазах людей они представляют серьезную угрозу для человека.

  1. Биоразнообразие и цепные реакции
  2. Болезни
  3. Снижение урожайности
  4. Потеря медицинских источников
  5. Экономические последствия

Поскольку природа — большая система, в которой виды зависят от друг друга и функционируют как единое целое, исчезновение небольшого числа животных или растений может вызвать цепную реакцию во всей экосистеме и, таким образом, оказать большое влияние на окружающую среду.

Например, если вымирает вид A, который ест другой вид B, количество видов B резко возрастет. Поскольку вид B будет есть и другие виды C, вид C теперь окажется под угрозой исчезновения. Этот круг продолжается и часто оказывает глубокое влияние на экосистему.

Некоторые животные могут служить буфером между патогенами и человеком. Таким образом, животные могут снизить вероятность заражения людей определенными заболеваниями. Таким образом, если виды вымирают, этот буфер теряется, и люди с большей вероятностью могут пострадать от болезней.

Поскольку такие насекомые, как пчелы, играют важную роль в процессе выращивания сельскохозяйственных культур, потеря этого вида будет чрезвычайно вредна для урожайности фермеров, а также может вызвать глобальный голод.

Многие компоненты, содержащиеся в лекарствах, извлекаются из растений. Если эти растения окажутся под угрозой исчезновения или даже исчезнут, мы больше не сможем использовать растительные ингредиенты в медицинских целях.

Животные часто являются популярным развлечением для туристов. Страны, которые могут предоставить этих животных, часто могут заработать значительные суммы денег на туристической деятельности.

Однако, если определенные виды животных вымрут, эти страны пострадают от серьезных неблагоприятных экономических последствий, поскольку туристы могут больше не приезжать в их страны после исчезновения животных.

  1. Переработка и экологически чистые продукты
  2. Образование
  3. Снижение потребления воды
  4. Выращивание местных растений
  5. Уменьшите свой след
  6. Пожертвования
  7. Избегайте пластиковых продуктов Не покупайте продукты из исчезающих видов
  8. Поддерживайте компании, которые вносят вклад в охрану окружающей среды
  9. Сокращение использования удобрений и пестицидов

Для эффективного использования наших природных ресурсов, мы должны регулярно утилизировать нашу продукцию.

Поскольку для увеличения производства потребительских товаров люди должны проникать во все больше и больше лесов и других природных сред, сокращение потребления внесет вклад в сохранение исчезающих видов.

Кроме того, мы не должны покупать продукты, для производства которых использовались тропические леса или другие деревья, находящиеся под угрозой исчезновения.

Большая часть проблемы исчезающих видов заключается в том, что люди обычно не знают или просто не слишком заботятся в своей повседневной жизни о наших животных и растениях.

Мы должны изменить их отношение таким образом, чтобы они были готовы сократить свое потребительское поведение, чтобы защитить животных и растения.

Мы должны дать им понять, что их повседневное поведение оказывает значительное влияние на то, как их дети смогут наслаждаться миром в будущем.

Поскольку вода необходима не только для жизни людей, но и для животных и растений, мы должны экономить воду, когда это возможно. Из-за проблемы глобального потепления вода в будущем станет еще более важным ресурсом.

Если мы не сможем сократить нашу потребность в воде, не останется воды для всех животных и растений, и вероятность их исчезновения возрастет.

Выращивая местные растения, нам будет легко внести свой вклад в сохранение местных видов. Например, выращивание местных растений может помочь пчелам и другим насекомым поддерживать их популяцию, а также повысить урожайность вашего урожая.

Все говорят о спасении окружающей среды, но многим не хватает действий, когда им приходится приносить реальные жертвы.Каждый должен внести свой вклад, чтобы спасти наш аборигенный вид и тем самым обеспечить хорошее будущее.

Вместо того, чтобы тратить много денег на пиво, вам следует подумать о том, чтобы выделить часть этого бюджета учреждениям, чьей миссией является защита исчезающих видов.

Поскольку большое количество пластика попадет в наши океаны, что, в свою очередь, нанесет вред морским животным и растениям, вам следует экономить пластик, повторно используя свои пакеты как можно чаще.

Вам также следует подумать об использовании тканевых пакетов вместо пластиковых.Кроме того, отказ от чашек для кофе на вынос также способствует сокращению количества производимого пластика.

Мы часто не подозреваем, что можем часто покупать сувениры из исчезающих видов животных. Мы должны избегать этого любой ценой, поскольку находящиеся под угрозой исчезновения животные часто умирают из-за этого. Примером может служить убийство слонов только ради их слоновой кости.

Существует большая разница в том, как компании оценивают экологические стандарты. Вы должны поддерживать и покупать у компаний, которые вносят свой вклад в защиту животных и растений.Таким образом, вы также не должны покупать товары у компаний, которые совершенно не заботятся об окружающей среде.

Часто можно увидеть, сделан ли продукт из возобновляемых источников. Более того, вы можете исследовать продукты в Интернете, чтобы увидеть, как они были произведены, и принять решение, заботится ли компания об окружающей среде.

Большая концентрация пестицидов или побочных продуктов удобрений может загрязнять растения, которые, в свою очередь, потребляются животными. Эти животные пострадают от заражения и даже могут умереть от зараженных растений.

Таким образом, виды могут оказаться под угрозой исчезновения из-за чрезмерного использования пестицидов и удобрений. Эту проблему можно смягчить, повысив осведомленность фермеров о том, что их поведение оказывает значительное влияние на популяцию местных видов.

В результате вмешательства человека все большее число видов находится под угрозой исчезновения в ближайшем будущем. Чтобы остановить этот процесс, мы должны повысить осведомленность об отраслях, а также изменить наше повседневное потребительское поведение.

Мы должны приносить жертвы, чтобы защитить окружающую среду и, следовательно, обеспечить нашим детям хорошее будущее.

Источники

https://www.iucnredlist.org/

https://en.wikipedia.

Добавить комментарий

Ваш адрес email не будет опубликован. Обязательные поля помечены *