Удобрение цветов янтарной кислотой: инструкция по применению для комнатных цветов, показания, как разводить таблетки

Содержание

как разводить, поливать и подкармливать цветы

Янтарная кислота – это продукт, получаемый в результате переработки янтаря природного происхождения. Его добывают на дне Балтийского моря, но в небольших количествах это вещество является составным компонентом многих растительных и животных организмов. Наибольшие ее концентраты содержатся в янтаре, а также буром угле. Специальная обработка малеинового ангидрида позволяет получать ее в искусственных условиях. Выпуск этой кислоты производится в форме таблеток или кристаллов порошка, которые с легкостью растворяются в спирте, воде или эфире.

Янтарная кислота обладает целым рядом полезных свойств, позволяющих стимулировать рост растений и обеспечить питание для комнатных цветов, благодаря чему нашла широкое применение в домашнем растениеводстве.

Особенности и свойства янтарной кислоты

Янтарная кислота – это природный компонент, обеспечивающий здоровую жизнедеятельность растений и организмов. Ее уникальный состав позволяет значительно улучшить процессы их роста и развития.

Использование этого вещества в домашних условиях связано с рядом его ценных свойств:

  • янтарная кислота прекрасно стимулирует рост комнатных цветов. Ее действие повышает качество всасывания питательных веществ из почвы, помогает выживать в стрессовых условиях и агрессивной среде;
  • обладает свойствами нормализации качественного состава и взаимодействия микроорганизмов в микрофлоре почвы, в которой растут орхидеи;
  • не имеет вредного действия для окружающей среды, специальная утилизация не требуется;
  • подкармливать растения янтарной кислотой можно в разных целях. Полив цветов янтарной кислотой активизирует рост корней, ускоряет формирование зеленой части побегов;
  • зная, как удобрять цветы янтарной кислотой, можно значительно помочь восстановлению нарушенного процесса жизнедеятельности растений;
  • обработка семян и черенков повышает их всхожесть;
  • эффективна даже в малых концентрациях;
  • кислота полностью безвредна для людей, животных и растительного мира; целиком поглощается микрофлорой почвы.

Внимание: Несмотря на широкий спектр полезных свойств, янтарная кислота не заменяет собой обычных удобрений.

Наличие полезных свойств позволяет широко применять янтарную кислоту которая может участвовать в:

  • регулировании и стимулировании роста растений;
  • повышении синтеза хлорофилла в листве;
  • усвоении добавляемых подкормок;
  • создании защитного слоя, предотвращающего вредные воздействия излишних накоплений азотистых веществ и токсинов;
  • улучшении микрофлоры почвы;
  • повышении жизнестойкости растений при воздействии неблагоприятных факторов;
  • снижении риска заболеваний растений.

Приготовление различных концентратов янтарной кислоты

Янтарная кислота позволяет значительно улучшить рост растений.

Обычно янтарная кислота применяется один раз за две или три недели. Правильными пропорциями для приготовления рабочего раствора является 2 г вещества, растворенные в одном или двух литрах воды. При этом сначала вещество разводят в небольшом количестве слегка теплой воды, и лишь после этого доводят до нужного объема, разбавляя водой, нагретой до комнатной температуры.

Полезные свойства приготовленный раствор способен сохранять на протяжении трех дней. По истечение этого срока происходит его разложение микроорганизмами.

Кроме основной инструкции по применению существует ряд частных правил, как развести янтарную кислоту и использовать для различных целей:

  • для опрыскивания орхидей готовят 1% раствор, для этого в небольшой количество теплой воды добавляют 1 г кислоты, тщательно перемешивают, дожидаясь, чтобы порошок полностью растворился. После этого вливают холодной воды до объема 1 л;
  • обеспечить быструю всхожесть семян можно, предварительно выдержав их в растворе с разведенной кислотой на протяжении одних суток; затем тщательно просушить и высадить в почву. Проращивание семян можно также производить прямо в растворе;
  • обрабатывать цветы лучше всего 0,02% раствором. Получить такую пропорцию можно, добавив в 0,8 л холодной воды 0,2 л раствора концентрации 1%, который был приготовлен заранее;
  • подкормка цветов янтарной кислотой способна помочь погибающему растению. Сделать это можно, обработав его более насыщенным раствором, приготовленным в соотношении 0,25г вещества на литр теплой воды. Опрыскивание и полив грунта в этом случае поможет реанимировать цветок.

Внимание: При использовании янтарной кислоты не нужно опасаться передозировки, потому что это вещество является нетоксичным.

Методы использования

Существует несколько методов для использования этого вещества в растениеводстве и цветоводстве:

  • опрыскивание цветов раствором янтарной кислоты даже один раз в несколько недель заметно усилит их рост и развитие. Для этого опрыскивание может быть осуществлено перед началом цветения, обработка может быть проведена несколько раз. Как правило, со временем роста растений количество обработок заметно увеличивают, увеличивая при этом концентрацию раствора в 5-10 раз;
  • быстрому росту новых корней будут способствовать замачивания корневой системы на 40 мин в растворе. После этого в течение 30 мин корешки просушивают и высаживают в грунт;
  • укоренение черенков пройдет более успешно, если предварительно срезанные черенки будут замочены методом погружения не более чем на 2 см в растворе кислоты в течение суток.

Внимание: Хранение янтарной кислоты в не разведенном виде должно осуществляться в темном и сухом месте, при температуре воздуха не более 25 градусов. Близость продуктов питания и лекарств, а также доступность детям и животным категорически не допускается.

Правила работы с раствором янтарной кислоты

Хранить приготовленную янтарную кислоту можно не более 3-х суток.

Зная, как использовать янтарную кислоту для цветов, можно заметно улучшить их внешний вид. В тоже время необходимо соблюдать ряд необходимых мер:

  • приготовленный рабочий раствор лучше всего использовать немедленно, хранение не должно превышать 2 или 3 дня;
  • не рекомендуется слишком частая подкормка, в особенности для орхидей;
  • во время приготовления раствора и обработки растений нельзя пить или курить, не стоит делать этого в присутствии детей;
  • следует предпринимать все меры предосторожности, избегая попадания жидкости в глаза, т.
    к. это опасно воспалением слизистой оболочки. В этому случае потребуется тщательное промывание глаз чистой водой.

Как влияет на растение янтарная кислота

[adsp-pro-5]

Янтарная кислота оказывает благоприятное действие на растения, улучшая их рост, усвояемость питательных веществ из почвы, повышает сопротивляемость при воздействии неблагоприятных факторов окружающей среды.

Ее можно использовать в целях профилактики при риске возникновения различных, в т.ч. грибковых, заболеваний. В этом случае защита осуществляется путем стимуляции клеточного роста, способствующего противостоянию проницаемости бактерий. Кислота значительно увеличивает количество хлорофилла, содержащегося в зелени, что обеспечивает пышное и буйное цветение.

Как влияет на почву

Янтарная кислота в наибольшей степени полезна для повышения качества грунта, нормализируя его микрофлору. Помогает предохранять культуры от вымирания на особенно бедных почвах, снижая при этом содержащиеся в них вредные азотистые накопления.

Кислота разрушает токсичные вещества почвы, техногенные загрязнения, скопления вредных микроорганизмов.

Янтарная кислота для комнатных растений

Использование кислоты в домашнем цветоводстве укрепляет иммунитет цветов, повышает сопротивляемость бактериям и заболеваниям, отлично влияет на сохранение ими здоровья, ускоряет естественные процессы вегетации и цветения.

Янтарная кислота усиливает иммунитет у комнатных растений и цветов.

Полезно проводить обработку при таких неблагоприятных факторах окружающей среды, как чрезмерная влажность и перегрев. Несмотря на то, что янтарная кислота не является удобрением, она заметно помогает комнатным растениям.

Отзывы о янтарной кислоте

Елена. Однажды в цветочной лавке продавец посоветовал мне приобрести янтарную кислоту как особо эффективное средство. Купив, я немедленно решила дома его проверить. Для этого развела в 5 л воды 1 га порошка и опрыскала получившимся раствором все домашние растения. Результат превзошел все мои ожидания!

Применение конфидор экстра — ничтожение скрытно живущих и мелких насекомых-вредителей.

Ознакомьтесь с препаратом лепидоцид, а также почитайте отзывы о нем тут.

Уже через одну неделю я заметила следующее:

  • растения из семейства марантовых выпустили новые листочки;
  • хорошо отреагировали бегонии, дав сразу же четыре новых боковых побегов, их цветение стало пышнее, более ярким;
  • панданус тоже дал новые листья не только на верхушке, но и под вторым, и даже третьим рядом;
  • новые листочки и деток дали аглаонемы;
  • также новые побеги и листья появились у мандарина, фикуса, алоказии и др. растений из моей домашней оранжереи.

Пришла к выводу, что кислоту можно применять практически всегда. Исключения составляют лишь кактусы и суккуленты – у них она может выбрать обратную реакцию.

Екатерина. Эту кислоту обычно приобретаю в аптеке. Готовлю раствор путем разведения одной таблетки в 0,5 л воды. Опрыскивание произвожу во время весеннего периода, по 2 раза в месяц. Заметила, что это во многом облегчает для растений переносимость весенней пересадки или перевалки. Быстрее происходит укоренение черенков, их адаптация и рост.

Янтарная кислота для комнатных растений

Янтарная кислота для растений, в том числе и комнатных, применяется очень часто. Это и регулятор роста, и антистрессовый препарат, и нормализатор естественной микрофлоры почвы. Как использовать янтарную кислоту для домашних цветов?

Янтарная кислота - хороший стимулятор роста, она ускоряет развитие растений  и повышает урожай.  Она помогает растению лучше усваивать питательные вещества из почвы, а также адаптироваться к неблагоприятным условиям,  быстрее восстанавливаться после пересадки.  Неблагоприятные условия  - жара или холод, засуха или повышенная влажность  – вредят растениям, янтарная кислота помогает противостоять таким воздействиям.

Что такое янтарная кислота

Впервые это вещество было получено в XVII веке перегонкой янтаря, отсюда и название. В природе она  содержится в небольшом количестве в янтаре, буром угле, а также живых организмах – людях, животных и растениях.  Основным промышленным способом получения янтарной кислоты является гидрирование малеинового ангидрида.

Янтарная кислота является активным участником обмена веществ в организме человека. Она поступает извне с продуктами питания, а также синтезируется в организме, причём в достаточно больших количествах. При этом она не накапливается в органах, а сразу расходуется на различные нужды. Активность ее в организме связана с производством энергии, затрачиваемой на жизнедеятельность всех органов и систем. Янтарная кислота входит в состав некоторых пищевых добавок, рекомендуемых спортсменам при повышенных нагрузках.

Выпускается она в виде таблеток или порошка белого цвета, купить можно в аптеке, а также цветочных магазинах в отделе биостимуляторов для растений. Применение для растений не требует никаких особых мер предосторожности, т.к. это вещество полностью не токсично для людей и домашних животных и безопасно для окружающей среды ввиду очень быстрого его поедания микрофлорой почвы.

Янтарная кислота в растениеводстве

Янтарную кислоту давно используют в растениеводстве, она ускоряет созревание урожая многих культур. Ценность ее еще и в том, что работает она в очень низких концентрациях, затраты на обработку минимальные.

Янтарная кислота  это не удобрение.  Это стимулятор жизнедеятельности растений и почвенных бактерий, которые улучшают почву и помогают растениям усваивать питательные вещества из нее. Она работает как катализатор всех естественных процессов: влияет на активность микрофлоры грунта и ускоряет биологическую переработку удобрений.

Специалисты в области сельского хозяйства регулярно применяют янтарную кислоту для решения таких задач:

  • стимулирования роста растения;
  • лучшего усвоения культурами полезных веществ  из почвы;
  • улучшение стойкости к неблагоприятным погодным условиям;
  • повышения урожайности.

Янтарная кислота работает еще эффективнее, если используется в соотношении 1:1 с гуматом калия. Стимулятор энергетического потенциала янтарная кислота и удобрение гумат калия идеально дополняют друг друга, и дают растениям все для здорового роста и максимального урожая.

Янтарная кислота для комнатных растений

Для комнатных растений янтарную кислоту тоже применяют. Эффективными будут все виды обработки: и замачивание, и опрыскивание, и полив. С помощью янтарной кислоты можно:

  • возродить к жизни чахлые и больные домашние цветы;
  • повысить устойчивость растений к жаре и холоду, а также низкой освещенности зимой;
  • восстановить комнатные растения пересадки, обрезки и других повреждений;
  • ускорить укоренение черенков и прорастание семян;
  • повысить у растения иммунитет к определенным бактериям и болезням.

Слабые, вытянувшиеся от недостаточного освещения растения обретут здоровый вид и дадут новые побеги после обработки стимулятором роста. Неудачная пересадка или разделение разросшегося куста не приведет к гибели растения, если его опрыскать слабым раствором янтарной кислоты, а также обработать корни при пересадке.

Крупные комнатные деревья пересаживают редко, как и ампельные растения с длинными и тонкими побегами. Причина очевидна – их невозможно пересадить без значительных повреждений, они могут не перенести пересадку или потерять свой внешний вид после нее.  Но почва в горшке истощается, подкормки не помогают. Полив слабым раствором янтарной кислоты нормализует почвенную микрофлору, поможет растениям лучше усваивать вносимые удобрения. 

Как обрабатывать комнатные растения янтарной кислотой

Прежде всего, следует определиться, что и как обрабатывать. От этого зависит концентрация раствора. Важно помнить, что через трое суток раствор полностью утратит свои полезные свойства, поэтому готовят только требуемое количество.

Таблетку или порошок янтарной кислоты размешивают в небольшом количестве теплой воды для лучшего растворения кристаллов, потом доливают воду комнатной температуры до нужной концентрации.

В основном используют слабо концентрированный раствор, в котором янтарной кислоты содержится около двух сотых процента. Начальный процесс разведения кислоты янтаря начинается с приготовления раствора сильной концентрации (около одного процента). Для этого один грамм вещества растворяют в небольшом объеме теплой воды и постепенно доводят объем до 1 литра. Приготовить слабоконцентрированный раствор можно следующим образом - отлить 200 мл от предварительно приготовленного 1% раствора и довести ее объем до литра. Если стакан раствора довести до 10 литров, то мы получим жидкость с концентрацией 0,002%.

Но не следует опасаться по поводу передозировки, кислота не навредит растениям. Применение её относительно тех или иных частей растений, соответственно стимулирует рост: обработка корней – рост корней, молодых побегов – рост новых побегов.

Для реанимации слабых и больных растений, для стимуляции роста новых побегов необходимо опрыскать раствором всю наземную часть растения и дать ему просохнуть. Через месяц процедуру можно повторить.

Для стимуляции роста корней необходимо замочить корни и корневую шейку растения в растворе янтарной кислоты. Пересаживая комнатные растения с тонкими и хрупкими корнями, стараются не разрушать земляной ком. Вымачивать корни  не следует, лучше полить раствором под корень после пересадки. Можно также опрыскать оплетенный корнями земляной ком со всех сторон, этого будет вполне достаточно.

Для улучшения корнеобразования черенков их нужно замочить в рабочем растворе на 2-3 часа, погрузив срезы черенков на 2 см в глубину. После вымачивания слегка подсушить и посадить.

Замачивать семена перед посадкой можно 24 часа, но эффект будет и при меньшей длительности процедуры. Перед посадкой семена нужно хорошо просушить.

Повторную обработку проводят через месяц. Особенность применения янтарной кислоты в том, что она оказывает благоприятное действие даже в очень незначительной концентрации. Каждое растение способно усвоить только определенный объем вещества, необходимый для его роста. Избыток ее быстро поглощается почвенными бактериями.

Применяя янтарную кислоту, следует помнить, что она не может заменить собой удобрения. Она лишь помогает растениям более полно усваивать дополнительное питание и является полезной добавкой.

В промышленном растениеводстве раствором янтарной кислоты обрабатывают поля три раза за сезон – весной после посадки, в первой половине лета перед цветением, а третий раз перед созреванием урожая. Более частое применение считается нецелесообразным, оно не приносит ощутимой пользы. Для комнатных растений тоже не следует применять стимулятор часто. Если требуется помочь комнатному цветку восстановиться после зимовки или пересадки – применять полезно, регулярно добавлять – нет. Надо понимать, что постоянно стимулировать рост не следует, растение от этого истощается, нарушается его природный ритм.

Из-за прекрасной естественной утилизации янтарной кислоты в природе, она не загрязняет окружающую среду. Поэтому её часто используют и для комнатных растений.

  • < Назад
  • Вперёд >

Янтарная кислота – польза для растений и инструкция по применению препарата

Янтарная кислота в комнатном цветоводстве – давний и хорошо зарекомендовавший себя помощник с впечатляющим спектром действия. Но и для огородных растений она может оказаться весьма полезной, ведь сильными и здоровыми растения должны быть не только в квартире, но и на грядках, и в теплицах.

Итак, для чего же нужна янтарная кислота и как ее использовать?

Полезные свойства янтарной кислоты

Янтарная (этан-1,2-дикарбоновая) кислота – бесцветный порошок без запаха, хорошо растворимый в спирте и воде. В натуральном виде в небольших количествах она содержится практически во всех растениях, а еще – в янтаре, буром угле и малеиновом ангидриде, из которого в основном и добывается для промышленных целей.

Чем же полезна янтарная кислота растениям? Она нормализует естественную микрофлору почвы и оказывает общеукрепляющее действие: помогает лучше усваивать питательные вещества и удобрения, стимулирует всхожесть и рост, улучшает приживаемость, ускоряет развитие комнатных цветов и повышает урожай огородных культур. Если вы еще малоопытный огородник и боитесь переборщить с сильными препаратами, "янтарка" – ваш вариант.

Янтарная кислота не является удобрением в прямом смысле этого слова и не способна заменить вносимые подкормки. Она лишь помогает растениям лучше усвоить их и препятствует излишнему накоплению азотистых веществ.

Можно ли нанести вред растениям, используя янтарную кислоту? Сама по себе эта добавка навредить цветам и овощам не может, даже если вы по неопытности превысите ее рекомендуемую концентрацию – кислота эта быстро распадается на свету и на воздухе, не накапливается в тканях растений. Однако при систематическом употреблении она может закислить почву. Поэтому если вы увлеклись использованием "янтарки", следует время от времени известковать грунт.

В каком виде используется янтарная кислота для растений

Янтарная кислота для комнатных растений и цветов используется либо в виде специализированных препаратов-биостимуляторов с одноименным названием, которые можно приобрести в цветочном или сельхозмагазине, либо в виде таблеток и порошков, купленных в обычной аптеке.

Не перепутайте – в аптеке для людей наряду с препаратами под названием "янтарная кислота" фармацевты могут предложить вам множество БАДов, ее содержащих – Янтавит, Янтарит, Митомин, Энерлит, Когитум и др. Эти препараты НЕ подходят садоводам и предназначены исключительно для людей – как пищевые добавки, оздоровительные и косметические средства. Обычно, помимо чистой янтарной кислоты, они содержат ненужные, а часто и вредные для растений добавки и действующие вещества.

Особенной техники безопасности при работе с янтарной кислотой нет – она не токсична и не загрязняет окружающую среду, так что можете обойтись только перчатками.

При попадании раствора на кожу следует обильно промыть ее раствором пищевой соды, а затем чистой водой.

Храните сухие препараты "янтарки" в сухом темном месте, при температуре не выше 25°C – так она может пролежать в пригодном для использования состоянии до трех лет. Разумеется, хранить ее следует отдельно от лекарств и продуктов питания.

Хотя срок годности готовых растворов (о них читайте ниже) некоторых препаратов – 2-3 дня, использовать их следует в течение нескольких часов – на воздухе они быстро теряют свои полезные свойства.

Как применять янтарную кислоту для растений

Вы уже знаете, что янтарная кислота лишь помогает растениям лучше приспособиться к условиям окружающей среды, сама не являясь удобрением. Поэтому за 3-5 дней до предполагаемой обработки ею растения следует подкормить поливом под корни – действие скажется быстрее.

В растениеводстве применяют различные способы обработки янтарной кислотой – опрыскивание, замачивание, полив. Причем, в зависимости от целей, нужно использовать растворы различной концентрации. Рассмотрим ситуации подробнее.

Предпосевная обработка

0,2%-ный водный раствор янтарной кислоты используйте для предпосевного замачивания семян с целью увеличения их всхожести. Особенно это актуально для семян перележавших, старых или требующих особых условий для прорастания (орхидные).

Как разводить янтарную кислоту? 2 г чистого вещества (порошок или таблетки) растворяют в небольшом количестве теплой воды, а после водой комнатной температуры доводят количество раствора до 1 л. Сухие семена замачивают в этом растворе на 12-24 часа, затем просушивают на сухом материале в тени и высевают в приготовленный субстрат.

Кроме семян предпосевную обработку янтарной кислотой можно проводить и для клубней картофеля. Раствором такой же концентрации их опрыскивают, а затем на пару часов оставляют под пленкой. После этого клубни готовы к посадке.

Укоренение черенков

В качестве стимулятора укоренения раствор янтарной кислоты должен быть более концентрированным, чем в предыдущем случае – 0,5-1%-ным.

Черенки (часть побега с 2-3 листьями) опускают в раствор срезом вниз на глубину примерно 2 см и выдерживают там сутки. Особенно хрупкие и нежные черенки можно предварительно обернуть ватой на месте среза.

Янтарная кислота не приведет к образованию у растения новых тканей, стеблей и т. д. а только поможет уже сформировавшимся. То есть, с ее помощью можно простимулировать только те черенки и у тех растений, которым привычно так размножаться и без кислоты.

После выдержки в растворе янтарной кислоты продолжайте укоренение обычными способами, подходящими для данного вида растения.

Приживаемость рассады

Для лучшей приживаемости рассады любых культур непосредственно перед посадкой полейте ее 0,25%-ным раствором янтарной кислоты. Не откладывайте после этого посадку! Находиться в таком растворе комки земли с рассадой могут не более часа.

Еще один способ помочь рассаде – 1-2 раза в день перед высадкой опрыскать ее раствором такой же концентрации.

Стимуляция корневой системы

Можно ли поливать растения янтарной кислотой? Можно! Так она поможет простимулировать корневую систему у уже высаженных культур.

Для этого 0,2%-ным водным раствором янтарной кислоты поливаем прикорневую почву до ее пропитки на глубину 15-30 см (в зависимости от вида и возраста растения). Повторить процедуру можно еще пару раз с интервалом в неделю.

С этой же целью можно заранее замочить на полчаса-час корни саженцев, уже приготовленных к высадке. Используется раствор такой же концентрации. Обработанным корням на протяжении получаса дайте обсохнуть, после чего смело высаживайте.

Стимуляция роста и цветения

"Подкормка" цветов и других растений янтарной кислотой поможет также простимулировать рост побегов и цветение. В этом случае опять применяется опрыскивание 0,1%-ным водным раствором препарата.

Для стимуляции цветения следует провести 2-3 опрыскивания растения, причем первое – до начала цветения, 2 раза в день.

Опрыскиванием этим же раствором раз в 2-3 недели стеблей и листьев нецветущего растения можно добиться усиления вегетации, роста новых побегов

Против стресса

Повреждение растения в результате заболевания или неправильного ухода, его обморожение, пересыхание или переувлажнение, даже пересадка – все это стресс, помочь бороться с которым нам может все та же янтарная кислота.

Вялые, поникшие стебли и листья без тургора, долгое отсутствие цветения, опадание листьев – все это поводы для применения "янтарки".

Антистрессовая обработка в этом случае включает опрыскивание корней и листьев растения уже знакомым нам 0,2%-ным водным раствором янтарной кислоты. Важно, чтобы распыление происходило в виде мелких капель. Периодичность такой обработки – раз в 2-3 недели до получения результата.

Особенно актуальна такая антистрессовая обработка для растений-эпифитов, зачастую в наших условиях растущих на ограниченном и небогатом субстрате. Здесь важную роль играет свойство янтарной кислоты стабилизировать и поддерживать почвенную микрофлору.

Борьба с болезнями

Подсохшие или переболевшие растения ослаблены и тоже будут рады порции янтарной кислоты. В этом случае применяется ее самый крепкий, 2,5%-ный раствор, которым обильно опрыскивают или в течение 10 минут "купают" растение полностью. Через несколько недель процедуру можно повторить.

Надеемся, мы убедили вас, что янтарная кислота для растений – отличный адаптоген и реаниматор широкого и мягкого действия, чье грамотное применение приносит отличные результаты как для комнатных цветов, так и для овощных культур в открытом грунте или теплицах.

как разводить таблетки для полива? Показания к применению удобрения. Дозировка и отзывы

Комнатные растения есть практически в каждом доме. В уходе за ними опытные цветоводы нередко применяют янтарную кислоту. Из материала данной статьи вы узнаете, что это такое и как правильно пользоваться данным средством.

Что это такое?

Янтарная кислота – популярное удобрение, которым пользуются опытные садоводы и цветоводы. Это вещество кристаллического типа без специфического запаха. Стимулирующее рост растений средство есть не что иное, как органический растворимый препарат с широким спектром применения, по вкусу приближен к лимонной кислоте.

Вещество растворимо в воде, а также спирте. Помимо янтаря, в природе оно встречается в животных организмах. Эта кислота нетоксичная, она неядовитая. По-научному ее называют этан 1,2-дикарбоновой кислотой. Использовать ее можно без средств защиты.

В чистом виде это порошок, вещество, продающееся в аптеках, имеет примеси. В составе таблетки 500 мг содержится лишь 100 мг самой кислоты. Остальные 400 мг приходятся на глюкозу, крахмал, тальк, стеарат кальция. Именно дополнительные компоненты не позволяют таблетке полностью растворяться в воде.

Чистый препарат продается в специализированных магазинах. Объем упаковки составляет 4 г, что равнозначно 4 пачкам таблеток по 10 шт. в упаковке. Кристаллы имеют беловатый оттенок, их растворимость повышается при нагреве жидкости.

Показания к использованию

Янтарную кислоту применяют для комнатных растений не только как стимулятор роста. Ее применение благотворно сказывается на структуре почвы, под воздействием агрохимиката изменяется ее состав. Грунт ставится рыхлым и мягким, восстанавливается микрофлора. После применения происходит насыщение земли полезными веществами, из нее выводятся токсины.

Кроме того, агрохимикат благотворно сказывается на состоянии растений. Они могут лучше усваивать полезные вещества. Благодаря этому они более активно вступают в фазу цветения и образования семян.

При использовании янтарной кислоты увеличивается стойкость растений к различным стрессовым факторам (морозам, возвратным заморозкам, засухе, засаливанию почвы).

При использовании агрохимиката улучшается корнеобразование, средство применяют и в качестве удобрения. Янтарная кислота является иммуномодулятором и подкормкой для домашних цветов. Ее можно использовать в качестве регулятора минерального питания. Она ускоряет сроки созревания семян, позволяет растениям быстрее восстанавливаться после пересадки.

Эта подкормка стимулирует выработку хлорофилла и фотосинтез. Ею можно подкормить семена до высадки.

Янтарная кислота способствует накапливанию физиологически активных веществ и витаминов. Благодаря ей растения становятся устойчивыми к заболеваниям.

Это средство способствует реанимации растений. При его использовании увеличивается выработка хлорофилла, что способствует наполнению цветов жизненной энергией. Улучшается цвет растений, ускоряется впитывание биодобавок из грунта. Однако использовать препарат необходимо правильно, поскольку при превышении дозировки культурам может быть нанесен вред.

Как разводить?

Правильное разведение препарата зависит от его формы. На концентрацию раствора оказывает влияние и цель использования. Лучше всего для обработки растений подходит янтарная кислота в форме готового раствора либо порошка. Разводить агрохимикат нужно прямо перед обработкой. В противном случае он потеряет полезные свойства.

Максимально допустимый срок хранения разведенной янтарной кислоты составляет 3 суток.

Готовый концентрированный раствор

Если для обработки берут готовый концентрированный раствор, его разводят из расчета 200 мл базового препарата на 800 мл воды. Однако концентрация может меняться в зависимости от типа применения полезного препарата. К примеру, для полива используют более концентрированный раствор.

В среднем на 1 литр готовой жидкости необходимо смешать 200 мл базового раствора и 800 мл обычной водопроводной воды.

Дозировка для обработки семян при замачивании иная. Раствор для замачивания семян либо черенкования делают слабоконцентрированным. В таком случае семена замачивают на 24 часа в растворе, приготовленном из 40 мл готового средства и 1000 мл воды. Время воздействия различно. К примеру, для обработки корневой системы или укрепления необходимо замачивать корешки домашних растений не более чем на 1-2 ч. В других случаях требуется больше времени.

Таблетки

Для приготовления раствора необходимо предварительно растолочь таблетки. Если необходим раствор с концентрацией 0,1%, необходимо взять 10 таблеток на 1 л воды. Разводят вещество по следующей схеме:

  • берут чистую литровую емкость;
  • наливают в нее немного теплой воды;
  • в воду добавляют растолченные таблетки;
  • все перемешивают и добавляют холодную воду до нужного объема.

Чтобы раствором можно было пользоваться, необходимо подождать, пока появится осадок на дне. После этого жидкость переливают в другую емкость и приступают к опрыскиванию.

Сухой порошок

Приготовление раствора из порошка не отличается от схемы с использованием растолченных таблеток. При этом также необходимо использовать теплую и отстоянную воду. Кто-то растворяет янтарную кислоту в малом количестве горячей воды, смешивая полученный концентрат с холодной водой до нужного объема.

Для обработки необходимо приготавливать точный объем жидкости, чтобы израсходовать его без остатка. Лить лишнюю жидкость на растения бесполезно: если в одном случае это даст обратный эффект, то в другом не скажется никак. Растения вбирают столько питательных веществ, сколько нужно и не более того.

Способы применения

Способы применения янтарной кислоты бывают разными. Ею поливают, опрыскивают растения, протирают их листья, используя ватный тампон, замачивают черенки и семена. Однако применять ее слишком часто нельзя.

При обработке семян перед посевом выбирают свежие семечки, укладывая их в затененное место.

Для стимулирования процессов укоренения можно пользоваться специальными пластиковыми ванночками.

Отдельные растения и вовсе настолько восприимчивы к прикасанию, что обрабатывать их приходится с помощью самого мелкого распылителя. Чтобы культуры легче перенесли обработку, делать это приходится на ночь.

Что касается работы с корнями, то перед замачиванием для укоренения приходится вымывать и подрезать их. Можно проводить обработку растений при их чрезмерном увлажнении либо перегреве. Однако в каждом случае необходимо учитывать особенности самого цветка. Все растения индивидуальны: что хорошо для одного из них, далеко не всегда подходит для другого.

Полив

Поливать растения раствором янтарной кислоты можно не чаще 2 раз в месяц. Иные виды растений можно удобрять не чаще раза в 3-4 года, поскольку частая обработка может привести к обратному эффекту. Кактусы и вовсе обрабатывают всего 1 раз.

Использовать янтарную кислоту нужно правильно. Поливать разведенным препаратом растения необходимо непосредственно после перевалки в новый горшок, а также в качестве экстренной помощи при хлорозе. Однако важно учесть, что опушенные растения (например, глоксинии, фиалки) необходимо поливать под корень. В зимнее время полив не проводят, в это время допускается обрабатывать растения опрыскиванием либо протиранием листовых пластин.

Опрыскивание

Опрыскиванием занимаются для ускорения доставки питательных веществ через устья нижних частей растения. Для этого используют отфильтрованный раствор препарата. К процедуре прибегают ранней весной с целью выведения растений из состояния зимнего покоя и стимулирования вегетации. Кроме того, опрыскивание проводят для:

  • пробуждения к росту боковых почек после обрезания;
  • обработки растений от вредителей;
  • профилактики перенесенных заболеваний.

При опрыскивании необходимо следить за тем, чтобы на растение не попадали солнечные лучи.

Проводить процедуру желательно ранним утром либо вечером, при этом стоит учесть: нельзя опрыскивать растения в период цветения.

Опрыскивать их агрохимикатом можно не чаще 1 раза в 14 дней. При этом раствор для опрыскивания должен быть слабоконцентрированным. В этом случае дозировка составляет 1 таблетка на 2 л воды.

Замачивание семян перед посадкой

Обработка семян посредством замачивания может выполняться двумя способами. При первом варианте семена складывают в заранее подготовленную емкость (например, стакан), затем заливают приготовленным раствором и выдерживают в нем примерно 1-2 часа. После этого их высушивают и сразу же высаживают.

Можно проводить обработку другим способом. При втором методе используют ватные диски, смачивая их подготовленным раствором и раскладывая на них семена. После этого смоченные семена накрывают полиэтиленовой пленкой и выдерживают их для проращивания. Как только они проклюнутся, их можно аккуратно снять с дисков пинцетом и высадить в почву.

Меры предосторожности

Янтарная кислота считается сильнодействующим и активным стимулирующим препаратом. При работе с разновидностями, предназначенными именно для растений, необходимо проявлять осторожность. Прямое попадание средства на слизистую человека либо в его желудок чревато негативными последствиями.

Если жидкость в процессе обработки случайно попала на кожу, необходимо промыть этот участок под проточной водой.

Перед этим можно обработать кожу раствором обычной пищевой соды. Если разведенный препарат попал в глаза либо на слизистые оболочки, необходимо срочно обратиться к врачу. Остатки препарата необходимо вылить, оставлять его нельзя.

Проводить манипуляции необходимо в перчатках. При контакте со средством кожные покровы могут воспаляться, иногда кожа покрывается аллергической сыпью. В ходе обработки растений данным препаратом нельзя есть, пить либо курить. Хранят вещество в недоступном для детей и домашних животных месте.

Обзор отзывов

Несмотря на широкий спектр действия, далеко не все цветоводы знают об использовании янтарной кислоты для домашних растений. При этом те, кто пользуется данным препаратом, отмечают, что он действительно эффективен. Некоторые отзывы говорят о том, что янтарная кислота лишь способствует укоренению и благотворно сказывается на росте и развитии растений. Она не заменяет подкормки и все виды удобрений, поэтому вносить их необходимо вне зависимости от кратности использования агрохимиката.

Отзывы о препарате подтверждают разный тип дозировки для разного назначения. К примеру, цветоводы указывают, что для улучшения иммунитета необходимо производить опрыскивание из расчета 2 г на 20 л воды.

О том, как применять янтарную кислоту для комнатных растений, смотрите в видео.

Янтарная кислота для растений: удивительные свойства

Янтарная кислота очень полезный продукт, она используется как для человека, так и для растений. Это вещество очень помогает садоводам и огородникам, ведь с ее помощью можно помочь растениям восстановиться после болезни, ускорить рост и цветение, увеличить урожай. Чаще всего поставляется в порошке, но бывают и другие формы.  

Таблетизированная янтарная кислота выпускается для медицинских целей, не используйте ее для растений. Подробнее...

Полезные свойства

Давайте рассмотрим основные плюсы при применении янтарной кислоты:

  • Ускоряет рост растений и улучшает их вид;
  • Обработанные растения более устойчивы к экстремальным условиям, например, к холодной погоде, жаркому лету и пр.
  • Повышает урожай;
  • Помогает семенам прорастать;
  • Растения лучше приживаются в новой среде;
  • Улучшает сахаристость фруктов;
  • Предотвращает накопление вредных веществ в грунте.

Показания к применению

Есть разные виды применения янтарной кислоты, разбавленным раствором вы можете опрыскивать, замачивать и поливать растения. Применяют ее на разных этапах:

  • перед посадкой семян;
  • после пересадки для лучшей приживаемости;
  • для профилактики болезней;
  • перед цветением;
  • в неблагоприятных и тяжелых условиях, когда жаркая и засушливая погода или, наоборот, высокая влажность;
  • после перенесенной болезни;
  • во время подкормки

Если вы хотите сделать базовый раствор в концентрации 0,1%  , возьмите 2 г. кислоты и 2 л. воды. Ниже смотрите другую дозировку:

Концентрация Дозировка (порошок/ вода)
0,01% 1 г / 10 л
0,25% 5 г / 2 л
1% 10 г / 1 л
2,5% 25 г / 1 л

Вначале разведите янтарную кислоту в теплой воде, потом доливайте холодную, до того момента, когда раствор не будет комнатной температуры.

Готовый раствор хранится до 3 дней, затем нужно приготовить новый.

Не рекомендуется использовать вариант в таблетках, которые продают в аптеке. Во-первых, процент кислоты в таблетках разный, весьма непросто сделать подходящую концентрацию. Во-вторых, в состав, кроме янтарной кислоты, зачастую добавляют и другие компоненты, действие которых на растения не изучалось.

При самостоятельном приготовлении растворов важно понимать, что это, прежде всего, стимулятор роста, а это значит, что бесконтрольное его использование может принести вред.Янтарную кислоту не вносят вместо подкормки, ведь у растения может возникнуть дефицит питательных веществ, соответственно, не будет строительного материала для роста и развития и ваши труды окажутся напрасными. Соответственно, для положительного эффекта используйте ее совместно с удобрениями, а лучшим вариантом будет выбор готового решения, в котором уже учтена дозировка вещества.

Готовые удобрения с янтарной кислотой

На рынке удобрений уже имеются комбинированные средства для ухода за растениями, в состав которых уже включена янтарная кислота, а также макроэлементы, микроэлементы и другие питательные вещества в оптимальном соотношении, которое учитывает потребности разных культур в разное время года, уже посчитана дозировка и совместимость компонентов. В составе многих их удобрений можно увидеть янтарную кислоту.

Также, помимо этого существуют комбинированные растворы  - янтарная кислота+витамины в виде тоников или саше.


Это сочетание может намного лучше повлиять на растения. Например, судя по заявлениям производителя Bona Forte , тоник для орхидей помогает ускорить процесс повторного цветения и увеличивает продолжительность этого периода, а для хвойных помогает предотвратить покоричневение хвои и увеличивает морозостойкость растений.

Как применять янтарную кислоту?

Ранее мы говорили о том, что раствор применяется в разных случаях, при этом для каждой ситуации есть своя дозировка и особенности.

Подготовка почвы

Бесспорно, содержание почвы очень влияет на растение и необходимо следить за ее качеством, но не всегда можно точно судить, насколько же она полезна. Специалисты рекомендуют использовать раствор янтарной кислоты (0,1%), чтобы нормализовать содержание грунта и убрать посторонние токсичные элементы.

Обработка посевного материала

Для быстрого прорастания семян их нужно замочить в растворе (0,1%) на сутки, затем тщательно высушить и высадить в почву. Это очень подходит для тех семян, которые слишком долго лежали или особо требовательные к условиям. Если говорить про картофель, то необходимо обработать их янтарной кислотой концентрацией (0,1%), затем поместите их в пакет или замотайте пленкой, через несколько часов можно приступить к посадке. Это повысит урожайность и цветение произойдет гораздо быстрее.

Развитие корневой системы

Хотите помочь растению в развитии корневой системы? Это можно сделать несколькими способами:Первый способ. Замочите корни в растворе (0,2%) янтарной кислоты на 50-60 минут. Затем  высушите растение и посадите в землю.Второй способ. Можете произвести поливку (концентрация - 0,2%) почвы 2 или 3 раза, периодами по 7 дней.

Улучшение приживаемости

Если вы недавно посадили рассаду, используйте янтарную кислоту для ускорения их приживаемости. Для этого используйте концентрацию – (0,25%), полейте почву под растения, через неделю можно повторить.

Стимуляция роста и цветения

Чтобы активировать рост растения и простимулировать цветение проведите опрыскивание раствором кислоты (0,1%), 2 - 4 раза, периодичностью  в 7-10 дней. Рекомендуется делать это в утреннее или вечернее время суток.

Укоренение черенков

Для укоренения черенков тоже можно использовать это вещество: погрузите их срезанной стороной в раствор (0,5%) на 24 часа. Если же растение очень восприимчиво, то вы можете перед погружением обмотать их ваткой.

Тяжелые условия

Если растение недавно перенесло трудные условия в результате природных влияний (такие как засуха, внезапные кратковременные заморозки, большая влажность) или же неправильного уходе рекомендуется опрыскать его 0,2% раствором несколько раз с перерывом в две недели. Это улучшит общее состояние, но особенно это поможет листьям.

После болезни

После того, как растение чем-то болело, для улучшения его здоровья рекомендуется:- полностью его попрыскать раствором янтарной кислоты 2,5%. Делать это желательно 2 раза, через 3 недели.  - Один раз периодически окунать в емкость со смесью в течение 5 минут.

В огороде и в саду

Огородники часто используют янтарную кислоту во всех вышеперечисленных случаях, ведь это улучшает здоровье, ускоряет развитие растений, а плоды становятся слаще и полезнее, и их становится больше. Очень часто ее применяют для рассады, например, томатов и капусты, обрабатывают картофель, также поливают и опрыскивают огурцы, морковь, репу, салат, редьку, свеклу и многие другие культуры. К плодовым деревьям и кустарникам также применяют это вещество, обычно до и после периода цветения в концентрации раствора - 0,1% . Для цветов тоже используют янтарную кислоту для укрепления здоровья и ускорения цветения. Очень важно ее применение при выращивании орхидей. Ведь часто бывает, что корни орхидей становятся высушенными и ослабленными или, наоборот, гниют из-за переизбытка влажности. Если же вы будете использовать янтарную кислоту (0,1%) растение может сформировать новые корни, ему будет легче укореняться и переносить трансплантат в новую почву.

Для комнатных растений

Бывает, что только приобретенные растения или растения, которые давно живут в доме, замедляют или даже не растут. Тогда рекомендуем использовать янтарно-витаминный тоник для комнатных растений. Также, регулярный полив комнатных цветов удобрением с янтарной кислотой защищает их от жары и мороза, повышенной влажности и чрезмерной засухи, они будут реже болеть или совсем не будут болеть. И самое главное, растения значительно ускорят свой рост.

Меры предосторожности и хранение

Срок хранения сухого вещества обычно не превышает 3 года. Храните янтарную кислоту в темном сухом помещении. Приготавливайте раствор в перчатках, так как порошок может вызвать ожог на коже. При использовании раствора избегайте его попадания в глаза и слизистые.

Когда не стоит применять

Нет сомнений, что янтарная кислота очень полезное вещество и она очень помогает их развитию, но возможно ли принести вред? В каких случаях пользоваться раствором нельзя?

Не используйте янтарную кислоту если:

  1. Растение находится в периоде покоя, оно сбросило листья по естественным причинам и/или требует холодной зимовки.
  2. Растение находится в условиях плохого освещения и/или при пониженной температуре содержания. При таких неблагоприятных условиях выращивания стимуляция ростовых процессов нежелательна, это приводит к ослаблению растений, израстанию, вытягиванию междоузлий.
  3. Нельзя пользоваться ей постоянно, требуется делать перерывы.

Если растение заражено какими-либо инфекциями необходимо использовать специальное лечение, хоть янтарная кислота приносит много пользы, она является активизатором сил, а не лекарством.В итоге можно сказать, что растению, безусловно, будет полезно внесение этого вещества, ведь оно стимулирует рост, активизирует иммунитет растения, увеличивает количество плодов и улучшает приживаемость и пр. Обязательно стоит его использовать, но обязательно учитывайте правила внесения и дозировку.

её применение для растений, способы и советы

Комнатные растения есть практически в каждом доме или квартире. Они придают уюта жилищу, благоприятно влияют на микроклимат. Но для того чтобы зелёные питомцы каждый день радовали глаз, им необходимо создавать благоприятные условия для роста и цветения. Помощь в этом может оказать янтарная кислота, использовать которую не составит труда даже начинающему цветоводу.

Но чтобы её применение было более эффективным, для начала необходимо разобраться в свойствах и особенностях применения такого вещества.

Что такое янтарная кислота?

Янтарная кислота (по научному, этан-1,2 – дикарбоновая кислота), представляет собой бесцветные кристаллы, прекрасно растворяющиеся как в спирте, так и в воде. Не обладает никаким запахом.

В природных условиях её можно найти повсюду, в малых количествах она входит в химический состав растений и животных, её вырабатывает человеческий организм, присутствует в янтаре и буром угле, а для её промышленного производства применяют специальную обработку малеинового ангидрида.

Данное вещество можно приобрести в виде порошка и в таблетках.

Свойства янтарной кислоты

К основным свойствам этого вещества, которые и стали причиной столь широкого его применения, можно отнести:

  • Не вызывает загрязнения окружающей среды, благодаря своей хорошей естественной утилизации;
  • Нормализует жизнедеятельность полезных почвенных микроорганизмов;
  • Способствует разрушению токсичных веществ в почве;
  • Является биостимулятором широкого спектра действия.
  • Воздействие янтарной кислоты на комнатные растения

Прежде всего, следует отметить, что янтарную кислоту нельзя назвать удобрением для растений. Она стимулятор для многих процессов в ходе роста и отличный адаптоген.

Она способствует:

  • Повышению иммунитета растения, благодаря чему оно становится более устойчивым к агрессивным факторам окружающей среды и болезням;
  • Активизации обмена веществ, что, в свою очередь, ускоряет рост и не даёт возможности накопления нитратов и других вредных соединений в тканях растения;
  • Процессу корнеобразования, что особенно важно для черенков или только пересаженных саженцев;
  • Усвоению всего спектра удобрений;
  • Увеличению количества хлорофилла в листьях;
  • Восстановлению растения после стресса (ошибки в уходе, сильное повреждение болезнями или вредителями, пересыхание или переувлажнение, пересадка и прочее).

К тому же янтарная кислота не накапливается ни в самих растениях, ни в почве.

Способы применения

Правильно применяя янтарную кислоту можно значительно улучшить условия для роста растений. Рекомендации к применению отличаются в зависимости от способа применения.

Применение янтарной кислоты в таблетках

Янтарная кислота, которая выпускается в таблетках, самая удобная форма промышленного выпуска этого препарата. Способы применения зависят от конкретных задач.

Применение янтарной кислоты в таблетках для стимуляции корневой системы

Хорошего результата можно достичь, если использовать янтарную кислоту для стимуляции роста корневой системы растений. Для начала, требуется правильно изготовить раствор из таблеток. Для этого потребуется взять 3 таблетки и залить их литром воды. Должен получиться не слишком концентрированный раствор, который растениям не навредит.

От более концентрированного раствора положительного результата не получится.

Далее, следует поступать в зависимости от того, необходимо ухаживать за уже взрослым экземпляром или за молодым саженцем.

В первом случае данное вещество вносят непосредственно под корни до тех пор, пока почва, в районе корневой системы, не пропитается полностью. Повторять внесение препарата требуется раз в неделю, пока общее состояние растения не начнёт улучшаться. Тогда можно переходить и к другим агротехническим методам ухода.

Растения, приготовленные к посадке, замачивают максимум на 1 час. В данном случае использование янтарной кислоты в таблетках оказывает значительную поддержку молодому растению, как следствие, в дальнейшем оно будет гораздо лучше развиваться.

Отзыв:

Применяла янтарную кислоту для кактусов и суккулентов. Я и не ожидала от них сильных изменений, но очень удивилась, когда в течение месяца моя хавортия образовала одновременно 10 деток.

Но повторно вносить это вещество кактусам и суккулентам я бы не советовала: получается обратная реакция. Применяю не чаще, чем один раз на протяжении двух лет.

Ольга

Использование таблеток янтарной кислоты для стеблей

Когда требуется укрепить стебли или стимулировать растение к появлению новых побегов, требуется изготовить менее концентрированный раствор, чем для корневой системы. При каком способе применения хватит одной таблетки на литр воды.

Стебли растений обрабатывают готовым раствором методом опрыскивания. Поэтому потребуется приобрести распылитель. Наносят раствор на все части вегетирующего растения, которые располагаются выше уровня земли. Обрабатываются листья, побеги и ствол.

Также применяется янтарная кислота в таблетках, когда растение было сильно повреждено. К примеру, было обморожено или сильно пересушено. Благодаря такой обработке удастся ускорить восстановление цветка.

Это вещество применяется и при укоренении черенков. Обработка черенков производится раствором 0,02%. Срезы черенков погружают на 2 см в жидкий раствор препарата и оставляют на 2-3 часа.

Отзыв:

Использую янтарку для полива рассады, в пропорции 1 таблетка на два литра обычной водопроводной воды. Сначала растворяю таблетку в небольшом количестве хорошо тёплой воды, потом добавляю холодную, до необходимого объёма.

Поливаю примерно раз в неделю. Растения, по сравнению с необработанными, быстрее растут и становятся менее чувствительными к холоду.

Но есть и негативный момент, при длительном использовании янтарки, она начинает окислять почву, что понравится не всем растениям. Поэтому приходится возвращать кислотность почвы в норму всеми способами.

Николай

Применение янтарной кислоты для орхидей

Янтарная кислота оказывает укрепляющее и стимулирующее действие. Цветы, которые приостановились в росте, после применения янтарки начинают более активно увеличивать зелёную массу, образовывать новые корни.

Непосредственно для орхидей, янтарная кислота полезна для активного корнеобразования — это самый проблемный момент у этих растений, особенно купленных в магазине. После применения этого препарата орхидеи более активно образуют новые, здоровые корни, растения лучше приживаются.

Для стимуляции формирования корней одну таблетку янтарной кислоты растворяют в 500 мл дистиллированной воды. Если, имеющаяся в наличии, янтарная кислота в виде порошка, то берётся объем на кончике ножа. Из пульверизатора этим раствором тщательно обрабатывают нижние листья орхидеи, корневую шейку, а оставшимся раствором поливают почву. Чтобы вещество точно достигло цели, имеет смысл замочить ёмкость с орхидеей в растворе — так же как и при погружном поливе. Почва хорошо пропитается, и янтарная кислота будет действовать более длительный срок.

Важно, в каких дозировках готовить янтарную кислоту для орхидей, чтобы стимулировать развитие растения. Хотя можно отметить, что случаев повреждения растений от передозировки этого вещества ещё не фиксировалось. Но во всём необходима мера, чтобы достичь необходимых результатов.

Отзыв:

Применял янтарку для укоренения орхидей. Эффект был средним. По сравнению с контрольными черенками, которые не обрабатывал, укореняемость выросла процентов на 30-35.

Ещё заметил, что готовый раствор янтарной кислоты очень быстро теряет свои свойства, не через сутки, как обычно пишут, а часов через 10-12.

Игорь Лихолесов

Хранение

Хранить препарат в не разведённом виде требуется в тёмном сухом месте, при температуре не свыше 25 градусов.

Приготовленный раствор сохраняет свои свойства не более, чем 3-5 суток.

Меры предосторожности

Этот препарат не относится к токсичным для человека и животных и не вызывает загрязнения окружающей среды. Но растворы значительных концентраций, при попадании в глаза или желудок, зачастую вызывают воспаление слизистых оболочек. Если произошло попадание концентрированного препарата в глаза или желудок, их сразу следует промыть значительным количеством воды. После этого незамедлительно обратиться к врачу.

Препарат должен храниться быть вне досягаемости детей и животных, а также не находиться вблизи продуктов питания и лекарств.

Заключение

Как следует из вышеизложенного, применение янтарной кислоты для комнатных растений приносит хорошие результаты. Кроме того, это вещество прекрасно сочетается со всем спектром удобрений и химикатов для комнатных цветов.

Янтарная кислота для цветов является своеобразным реаниматором, который помогает растению перенести неблагоприятные внешние условия.

И как следствие, ваш любимый цветок всегда будет радовать красотой и здоровьем.

Оцените статью: Поделитесь с друзьями!

Янтарная кислота для комнатных растений: применение и отзывы

Автор Станислав Горшков На чтение 6 мин. Просмотров 2.5k. Опубликовано

Янтарная кислота — экологически чистое вещество, получаемое из природного янтаря. В комнатном цветоводстве его используют в качестве биостимулятора, регулятора роста, а также как обеззараживающее средство. Опрыскивание янтарной кислотой надземной части растения показано при таких стрессовых ситуациях, как пересушка земляного кома, переохлаждение, ожоги на листьях, поражение вредителями.

Также янтарная кислота применяется для стимуляции всхожести семян, обработки клубней перед посадкой, усиления корнеобразования, укоренения черенков, повышения бутонизации, реанимации погибающего растения. 

Действие янтарной кислоты:

  • улучшает всасывание и усвоение растением питательных веществ;
  • стимулирует фотосинтез;
  • активизирует энергетический обмен в тканях, является иммуномодулятором;
  • выводит токсины;
  • усиливает химические реакции в клетках, что помогает растениям в стрессовых ситуациях.

Важно: не рекомендуется смешивать препарат с другими стимуляторами роста.

Как разводить янтарную кислоту для растений и цветов

Способ разведения янтарной кислоты для полива и опрыскивания цветов немного отличаются. О разведении для полива поговорим чуть ниже, а здесь расскажем о разведении для опрыскивания.

Для того чтобы приготовить раствор янтарной кислоты для опрыскивания растений берут 1 таблетку или 0,5г порошка на 1л воды. Вначале препарат разводят в небольшой ёмкости с тёплой водой, после чего количество жидкости постепенно увеличивают до необходимого объёма. Готовый раствор хранится не более трёх суток в тёмном, недоступном для детей и животных месте, при температуре 25 градусов тепла.

Небольшие погрешности в концентрации не приводят к каким-либо тяжёлым последствиям, так как растения впитывают необходимое им количество раствора. Но слишком сильная концентрация может привести к ожогам листвы и корневой системы. Если препарат в таблетках, перед покупкой желательно прочитать состав и выбрать тот вариант, где нет дополнительных веществ: талька, аскорбиновой кислоты, крахмала и т. д. Допускается наличие в составе глюкозы.

Многие думают, что используют янтарную кислоту как удобрение, однако следует помнить, что янтарная кислота — это стимулятор роста, а не удобрение.

Важно: опрыскивать растение желательно не больше двух раз подряд с интервалом в 2–3 недели. Чрезмерная стимуляция метаболизма может негативно сказаться на его здоровье. Некоторые цветоводы рекомендуют использовать янтарную кислоту не чаще одного раза в 2 года.

Как поливать цветы янтарной кислотой

Для полива цветов янтарной кислотой в таблетках необходимо взять 2 таблетки (они обычно выпускаются по 0,5 г.) Если развести 1 г. янтарной кислоты в 5 л. воды, можно поливать цветы под корень. Это стимулирует рост новых побегов, увеличивает бутонообразование и количество листвы, усиливает цветение, улучшает питание корней и внешний вид растений. При внесении в почву, препарат нормализует её микрофлору, положительно влияет на жизнедеятельность находящихся в ней микроорганизмов. Это способствует очищению отравленных токсичными отходами земельных участков, помогает защитить почву от техногенного влияния и препятствует накоплению токсинов в растении.

Важно: не рекомендуется проводить повторную обработку кактусов и суккулентов, это может вызвать обратную реакцию. Растения с опушёнными листьями не опрыскивают, а поливают, но только, когда это необходимо.

Меры предосторожности:

Средство может вызывать аллергические реакции, поэтому перед работой с ним нужно надевать перчатки. При попадании раствора или кристаллов на кожу, следует немедленно промыть её обильным количеством воды. После окончания работ остатки препарата выливают, повторное использование просроченного раствора может навредить растению.

Применение янтарной кислоты:

  • При стрессах, опрыскивается зелёная часть растения.
  • Для стимулирования всхожести, семена выдерживаются в растворе около суток, после чего их обсушивают и сажают в грунт. Возможно проращивание семян в самом растворе.
  • Чтобы усилить корнеобразование, корневую систему замачивают в препарате на 40 минут. После чего растение обсушивают около получаса и высаживают на постоянное место.
  • Быстрому укоренению черенка способствует погружение нижней части срезанного побега в раствор на сутки.
  • Для стимулирования роста, верхнюю часть растения регулярно опрыскивают утром или вечером, не реже двух раз в месяц.
  • Реанимируя погибающее растение, готовят концентрированный раствор: 0,25 грамма янтарной кислоты на литр воды, которым его поливают и опрыскивают.

Читайте также: регулятор роста “Янтарин, ВРК” на основе Янтарной кислоты – как применять на даче, для комнатных цветов и орхидеи.

Подкормка и реанимация комнатнх цветов янтарной кислотой

По поводу использования янтарной кислоты у цветоводов сложилось неоднозначное мнение. Одни не представляют без неё ухода за растениями, другие — предпочитают традиционные методы. Но большинство любителей орхидей использует препарат как стимулятор роста, средство реанимации и при загнивании корней.

Использование янтарной кислоты для орхидей

При гнили на корнях или стволе орхидеи, нужно очистить до живой ткани и удалить все поражённые участки, обработав срезы фунгицидом. Для стимуляции роста новых корней, орхидею можно подкармливать по листу и прикладывать к стволу ватные диски со смесью концентрированного раствора янтарной кислоты (2 таблетки на 0,5 л воды) и комплекса витаминов группы В, разведённых в 1 литре воды.

Тот же рецепт цветоводы рекомендуют использовать при сморщивании листьев, для выращивания деток на цветоносах. В некоторых жидких комплексных удобрениях, которые предпочитают любители орхидей, уже содержится янтарная кислота, но её количество не всегда указывается. Цветоводы, которые занимаются фиалками, азалиями и гардениями, тоже используют это средство как стимулятор роста и цветения.

Эффект от использования янтарной кислоты заметен не всем растениеводам. После единичной обработки растения, любители комнатных цветов ожидают некоего чудесного результата и разочаровываются в препарате, если ничего не происходит. Но большинство всё же видит его положительное действие: увеличение количества бутонов или появление насыщенной окраски у листьев. Лучше всего оно проявляется на молодых растениях. Иногда положительные изменения становятся очевидными только после второй или третьей обработки янтарной кислотой.

Читайте также: как вырастить бамбук в домашних условиях?

На растениях завелись вредители? Поможет препарат Актара! Читайте далее.

Почему нельзя держать дома монстеру? Мифы и реальность: https://sazhaem.info/plants/foliage/monstera/uhod-za-monsteroy.html

Янтарная кислота для цветов: отзывы

Елена, цветовод: Впервые использовав янтарную кислоту для своих растений, я приятно удивилась, асколько хорошим вышел результат. У меня имелась довольно чахлая рассада агератумов, которую я вовремя не пикировала. Из-за этого рассада вытянулась, но стебли были очень тонкие и слабые. Тем временем пришла пора высаживать растения на клумбы. И тогда один из продавцов посоветовал мне воспользоваться янтарной кислотой, что я и сделала. 

Перед высадкой на клумбу, я обработала корни и сами растения, и после посадки моя рассада практически не болела, даже несмотря на жару. Довольно быстро растения стали крепкими, а после прищипки и вовсе отлично начали куститься. Хотя обычно рассада после пересадки долго восстанавливается. С тех пор янтарная кислота стала моим любимым восстановителем растений, особенно в “особо сложных” случаях.

Смотрите видео: инструкция по применению янтарной кислоты для растений:

Корнево-ассоциированные микробиомы пшеницы при комбинированном воздействии развития растений и азотных удобрений | Microbiome

  • 1.

    Берендсен Р.Л., Питерс CMJ, Баккер ПАУМ. Микробиом ризосферы и здоровье растений. Trends Plant Sci. 2012. 17 (8): 478–86.

    CAS PubMed Статья Google Scholar

  • 2.

    Rout ME, Southworth D. Корневой микробиом влияет на масштабы от молекул до экосистем: невидимое большинство.Am J Bot. 2013; 100 (9): 1689–91.

    PubMed Статья Google Scholar

  • 3.

    Vandenkoornhuyse P, Quaiser A, Duhamel M, Van AL, Dufresne A. Важность микробиома холобионта растения. Новый Фитол. 2015. 206 (4): 1196–206.

    Артикул Google Scholar

  • 4.

    Фитцпатрик Ч.Р., Коупленд Дж., Ван П.В., Гуттман Д.С., Котанен П.М., Джонсон MTJ. Сборка и экологическая функция корневого микробиома у покрытосеменных растений.Proc Natl Acad Sci U S. A. 2018; 115 (6): E1157–65.

    CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

  • 5.

    Wu YY, Xi XC, Tang X, Luo DM, Gu BJ, Lam SK, Vitousek PM, Chen DL. Искажения в политике, размер хозяйств и чрезмерное использование сельскохозяйственных химикатов в Китае. Proc Natl Acad Sci U S. A. 2018; 115 (27): 7010–5.

    CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

  • 6.

    Ju XT, Xing GX, Chen XP, Zhang SL, Zhang LJ, Liu XJ, Cui ZL, Yin B, Christie P, Zhu ZL и др. Снижение экологического риска за счет улучшения управления азотом в интенсивных сельскохозяйственных системах Китая. Proc Natl Acad Sci U S. A. 2009; 106 (19): 3041–6.

    CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

  • 7.

    Chen SM, Wang FH, Zhang YM, Qin SP, Wei SC, Wang SQ, Hu CS, Liu BB. Наличие органического углерода ограничивает микробную денитрификацию в глубокой зоне вадозы.Environ Microbiol. 2018; 20 (3): 980–92.

    CAS PubMed Статья Google Scholar

  • 8.

    Лю X, Чжан Ф. Азотные удобрения вызвали выбросы парниковых газов в Китае. Curr Opin Environ Sustain. 2011; 3 (5): 407–13.

    CAS Статья Google Scholar

  • 9.

    Гуо JH, Лю XJ, Чжан Y, Шен JL, Хан WX, Чжан WF, Christie P, Goulding KW, Vitousek PM, Zhang FS.Значительное подкисление основных пахотных земель Китая. Наука. 2010. 327 (5968): 1008–10.

    CAS PubMed Статья Google Scholar

  • 10.

    Моро Д., Барджетт Р.Д., Финли Р.Д., Джонс Д.Л., Филиппот Л. Взгляд растений на круговорот азота в ризосфере. Funct Ecol. 2019; 33 (4): 540–52.

    Артикул Google Scholar

  • 11.

    Феллбаум С.Р., Гачомо Е.В., Бисетти И., Чоудхари С., Страхан Г.Д., Пфеффер П.Е., Кирс Е.Т., Бюкинг Х.Доступность углерода запускает поглощение и перенос азота грибами в симбиозе арбускулярной микоризы. Proc Natl Acad Sci. 2012; 109 (7): 2666.

    CAS PubMed Статья Google Scholar

  • 12.

    Ченг В. Эффект прайминга ризосферы: его функциональные связи с круговоротом микроорганизмов, эвапотранспирацией и балансом углерода. Почва Биол Биохим. 2009. 41 (9): 1795–801.

    CAS Статья Google Scholar

  • 13.

    Cheng W, Parton WJ, Gonzalez-Meler MA, Phillips R, Asao S, McNickle GG, Brzostek E, Jastrow JD. Синтез и моделирование перспектив прайминга ризосферы. Новый Фитол. 2014. 201 (1): 31–44.

    CAS PubMed Статья Google Scholar

  • 14.

    Филипс Р.П., Финци А.С., Бернхардт Э.С. Усиленная экссудация корней вызывает микробную обратную связь с круговоротом азота в сосновом лесу при длительной фумигации CO2. Ecol Lett. 2011. 14 (2): 187–94.

    PubMed Статья Google Scholar

  • 15.

    Леннон Дж. Т., Джонс С. Е.. Банки семян микробов: экологические и эволюционные последствия покоя. Nat Rev Microbiol. 2011; 9 (2): 119–30.

    CAS PubMed Статья Google Scholar

  • 16.

    Ху Л.Ф., Роберт КАМ, Кадот С., Чжан Х, Йе М., Ли Б.Б., Манзо Д., Червет Н., Штейнджер Т., ван дер Хейден М.ГА и др.Метаболиты корневого экссудата стимулируют обратную связь между растением и почвой в отношении роста и защиты, формируя микробиоту ризосферы. Nat Commun. 2018; 9: 2738.

    PubMed PubMed Central Статья CAS Google Scholar

  • 17.

    Хайчар Ф. Э., Марол К., Берге О., Рангель-Кастро Дж., Проссер Дж., Балесдент Дж., Хеулин Т., Ачуак В. Среда обитания растений-хозяев и корневые экссудаты формируют структуру бактериального сообщества почвы. ISME J. 2008; 2 (12): 1221–30.

    CAS Статья Google Scholar

  • 18.

    Philippot L, Raaijmakers JM, Lemanceau P, van der Putten WH. Возвращаясь к истокам: микробная экология ризосферы. Nat Rev Microbiol. 2013; 11 (11): 789–99.

    CAS PubMed Статья Google Scholar

  • 19.

    Гранзее А., Виттенмайер Л. Качественный и количественный анализ водорастворимых корневых экссудатов в зависимости от видов растений и их развития. J Plant Nutr Soil Sci. 2000. 163 (4): 381–5.

    CAS Статья Google Scholar

  • 20.

    Schlemper TR, Leite MFA, Lucheta AR, Shimels M, Bouwmeester HJ, van Veen JA, Kuramae EE. Различия в структуре сообществ ризобактерий у сортов сорго на разных стадиях роста и на разных почвах. FEMS Microbiol Ecol. 2017; 93 (8): 1–11.

  • 21.

    Хоулден А., Тиммс-Уилсон Т.М., Дэй М.Дж., Бейли М.Дж. Влияние стадии развития растений на структуру и активность микробного сообщества в ризосфере трех полевых культур. FEMS Microbiol Ecol. 2008. 65 (2): 193–201.

    CAS PubMed Статья Google Scholar

  • 22.

    Маршнер Х. Минеральное питание высших растений. В: Маршнер Х, редактор. Минеральное питание высших растений. 2-е изд. Лондон: Academic Press; 1995. стр. 681–861.

    Google Scholar

  • 23.

    Бадри Д.В., Виванко Дж. М.. Регуляция и функция корневых экссудатов. Plant Cell Environ. 2009. 32 (6): 666–81.

    CAS PubMed Статья Google Scholar

  • 24.

    Bais HP, Weir TL, Perry LG, Gilroy S, Vivanco JM.Роль корневых экссудатов во взаимодействии ризосферы с растениями и другими организмами. Annu Rev Plant Biol. 2006; 57: 233–66.

    CAS PubMed Статья Google Scholar

  • 25.

    Джонс DL. Органические кислоты в ризосфере - критический обзор. Почва растений. 1998. 205 (1): 25–44.

    CAS Статья Google Scholar

  • 26.

    Weisskopf L, Le Bayon R-C, Kohler F, Page V, Jossi M, Gobat J-M, Martinoia E, Aragno M.Пространственно-временная динамика бактериальных сообществ, связанных с двумя видами растений, различающимися секрецией органических кислот: однолетнее исследование микромира на люпине и пшенице. Почва Биол Биохим. 2008. 40 (7): 1772–80.

    CAS Статья Google Scholar

  • 27.

    Эйлерс К.Г., Лаубер К.Л., Найт Р., Фирер Н. Изменения в структуре бактериального сообщества, связанные с поступлением низкомолекулярных соединений углерода в почву. Почва Биол Биохим. 2010. 42 (6): 896–903.

    CAS Статья Google Scholar

  • 28.

    Ши С.Дж., Ричардсон А.Э., О'Каллаган М., ДеАнгелис К.М., Джонс Е.Э., Стюарт А., Файерстоун М.К., Кондрон Л.М. Влияние отдельных компонентов корневого экссудата на бактериальные сообщества почвы. FEMS Microbiol Ecol. 2011; 77 (3): 600–10.

    CAS PubMed Статья Google Scholar

  • 29.

    Раготхама К.Г., Картикеян А.С. Приобретение фосфатов.Почва растений. 2005. 274 (1–2): 37–49.

    CAS Статья Google Scholar

  • 30.

    Carvalhais LC, Dennis PG, Fedoseyenko D, Hajirezaei MR, Borriss R, von Wiren N. Экссудация из корней сахаров, аминокислот и органических кислот кукурузой под влиянием дефицита азота, фосфора, калия и железа . J Plant Nutr Soil Sci. 2011; 174 (1): 3–11.

    CAS Статья Google Scholar

  • 31.

    Weil R, Islam R, Stine MA, Gruver JB, Samson-Liebig SE. Оценка активного углерода для оценки качества почвы: упрощенный метод для лабораторного и полевого использования. Am J Altern Agric. 2003; 18: 3–17.

    Артикул Google Scholar

  • 32.

    Лассалетта Л., Биллен Дж., Гризетти Б., Англад Дж., Гарнье Дж. 50-летние тенденции в эффективности использования азота мировыми системами земледелия: взаимосвязь между урожайностью и поступлением азота в возделываемые земли. Environ Res Lett.2014; 9 (10): 105011.

    Артикул Google Scholar

  • 33.

    Цинь С.П., Ван YY, Ху С.С., Оенема О, Ли XX, Чжан Ю.М., Донг В.Х. Масштабирование урожайности N 2 Выбросы O в системе двойного посева озимой пшеницы и яровой кукурузы. Atmos Environ. 2012; 55: 240–4.

    CAS Статья Google Scholar

  • 34.

    Ха Н, Фейке Т., Бэк Х, Сяо Х., Барс Э. Влияние рекомендуемых стратегий простых азотных удобрений на углеродный след продукции и валовую прибыль производства пшеницы и кукурузы на равнине Северного Китая.J Environ Manag. 2015; 163: 146–54.

    CAS Статья Google Scholar

  • 35.

    Bulgarelli D, Schlaeppi K, Spaepen S. Ver Loren van Themaat E, Schulze-Lefert P: структура и функции бактериальной микробиоты растений. Annu Rev Plant Biol. 2013; 64: 807–38.

    CAS PubMed Статья Google Scholar

  • 36.

    Упадхьяй С.К., Сингх Дж.С., Саксена А.К., Сингх Д.П.Влияние инокуляции PGPR на рост и антиоксидантный статус пшеницы в засоленных условиях. Plant Biol. 2012. 14 (4): 605–11.

    CAS PubMed Статья Google Scholar

  • 37.

    Веджан П., Абдулла Р., Хадиран Т., Исмаил С., Насрулхак Бойс А. Роль роста растений, способствующих развитию ризобактерий, в устойчивости сельского хозяйства - обзор. Молекулы. 2016; 21 (5): 573.

    PubMed Central Статья CAS PubMed Google Scholar

  • 38.

    Офек М., Хадар Ю., Минц Д. Экология корневых колонизаторов Massilia (Oxalobacteraceae). PLoS One. 2012; 7 (7): e40117.

    CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

  • 39.

    Pontes AP, Rd S, Granada CE, LMP P. Скрининг бактерий, способствующих росту растений, связанных с растениями ячменя ( Hordeum vulgare L.), культивируемых в Южной Бразилии. Biota Neotropica. 2015; 15 (2): e20140105.

  • 40.

    Камилова Ф., Кравченко Л.В., Шапошников А.И., Азарова Т., Макарова Н., Лугтенберг Б. Органические кислоты, сахара и L-триптофан в экссудатах овощей, выращиваемых на каменной вате, и их влияние на активность ризосферных бактерий. Мол растительный микроб в. 2006. 19 (3): 250–6.

    CAS Статья Google Scholar

  • 41.

    Rudrappa T, Czymmek KJ, Pare PW, Bais HP. Яблочная кислота, секретируемая корнями, пополняет ряды полезных почвенных бактерий. Plant Physiol.2008. 148 (3): 1547–56.

    CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

  • 42.

    Линь Н., Раза В., Ма Дж. Х., Хуанг К. В., Шен QR. Идентификация и роль органических кислот в экссудатах корней арбуза в привлечении Paenibacillus polymyxa SQR-21 в ризосфере. Eur J Soil Biol. 2011; 47 (6): 374–9.

    CAS Статья Google Scholar

  • 43.

    Johnson SE, Loeppert RH.Роль органических кислот в мобилизации фосфатов из оксида железа. Soil Sci Soc Am J. 2006; 70: 222–34.

    CAS Статья Google Scholar

  • 44.

    Мугель С., Оффре П., Ранджард Л., Корберан Т., Гамалеро Е., Робин С., Лемансо П. Динамика генетической структуры бактериальных и грибных сообществ на разных стадиях развития Medicago truncatula Gaertn. резюме. Джемалонг линия J5. Новый Фитол. 2006. 170 (1): 165–75.

    CAS PubMed Статья Google Scholar

  • 45.

    Gomes NCM, Fagbola O, Costa R, Rumjanek NG, Buchner A, Mendona-Hagler L., Smalla K. Динамика грибных сообществ в массе и ризосферной почве кукурузы в тропиках. Appl Environ Microbiol. 2003. 69 (7): 3758–66.

    CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

  • 46.

    Subke JA, Hahn V, Battipaglia G, Linder S, Buchmann N, Cotrufo MF. Обратные взаимодействия между разложением подстилки хвои и активностью ризосферы.Oecologia. 2004. 139 (4): 551–9.

    PubMed Статья Google Scholar

  • 47.

    Урбина Х., Порода М.Ф., Чжао В., Лакшми Гуррала К., Андерссон С.Г., Угрен Дж., Балдауф С., Рослинг А. Специфичность рекрутирования сообществ корневых грибов Arabidopsis thaliana из почвы и ризосферы. Грибковая биология. 2018; 122 (4): 231–40.

  • 48.

    Wang F, Chen S, Wang Y, Zhang Y, Hu C, Liu B. Долгосрочное азотное удобрение повышает активность и количество нитрифицирующих и денитрифицирующих микробных сообществ в почве возвышенности: последствия для потери азота из Интенсивные сельскохозяйственные системы.Границы микробиологии. 2018; 9 (2424).

  • 49.

    ДеАнгелис К.М., Броди Э.Л., ДеСантис Т.З., Андерсен Г.Л., Линдов SE, Файерстоун МК. Избирательная прогрессивная реакция микробного сообщества почвы на корни дикого овса. Isme Journal. 2009. 3 (2): 168–78.

  • 50.

    Клеменссон-Линделл А., Перссон Х. Влияние замерзания на ризосферу и содержание питательных веществ в корнях с использованием двух методов отбора проб почвы. Растение и почва. 1992. 139 (1): 39–45.

  • 51.

    Blair G, Lefroy RDB, Lisle L.Фракции углерода в почве на основе их степени окисления и разработка индекса управления углеродом для сельскохозяйственных систем. Австралийский журнал J Soil Res. 1995; 46: 1459–66.

  • 52.

    Nelson DW, Sommers LE. Общий углерод, органический углерод и органические вещества, в: Методы анализа почв, часть 2. Химические и микробные свойства. 1982: 539–79.

  • 53.

    Bayon RCL, Weisskopf L, Martinoia E, Jansa J, Frossard E, Keller F, Föllmi KB, Gobat JM. Поглощение фосфора почвой постоянно выращиваемыми Lupinus albus: новый дизайн микромира.Почва растений. 2006. 283 (1): 309–21.

  • 54.

    Ясир М., Ангелакис Э., Биби Ф., Азхар Э.И., Бачар Д., Лагье Дж.С., Габорит Б., Хассан А.М., Джиман-Фатани А.А., Альшали К.З. и др. Сравнение микробиоты кишечника людей во Франции и Саудовской Аравии. Нутр Диаб. 2015; 5: e153.

  • 55.

    Chemidlin Prevost-Bouré N, Christen R, Dequiedt S, Mougel C, Lelièvre M, Jolivet C, Shahbazkia HR, Guillou L, Arrouays D, Ranjard L. Проверка и применение набора праймеров для ПЦР для количественной оценки сообществ в почвенной среде с помощью количественной ПЦР в реальном времени.PLoS One. 2011; 6 (9): e24166.

  • 56.

    Caporaso JG, Kuczynski J, Stombaugh J, Bittinger K, Bushman FD, Costello EK, Fierer N, Pena AG, Goodrich JK, Gordon JI, et al. QIIME позволяет анализировать данные секвенирования сообщества с высокой пропускной способностью. Нат методы. 2010. 7 (5): 335–6.

  • 57.

    Edgar RC, Haas BJ, Clemente JC, Quince C, Knight R. UCHIME улучшает чувствительность и скорость обнаружения химер. Биоинформатика. 2011. 27 (16): 2194–200.

  • 58.

    Эдгар Р.С.Поиск и кластеризация на порядки быстрее, чем BLAST. Биоинформатика. 2010. 26 (19): 2460–1.

  • 59.

    Team RC: R: язык и среда для статистических вычислений. 2013: www.r-project.org.

  • 60.

    Оксанен Дж., Бланшет Ф.Г., Френдли М., Киндт Р., Лежандр П., МакГлинн Д., Минчин П., Б. О'Хара Р., Симпсон Дж., Солимос П. и др.: Веган: Пакет экологических сообществ. Методы распределения, анализ разнообразия и другие функции для экологов сообществ и растительности.Версия 2.5–1. 2018. URL https://CRAN.R-project.org/package=vegan.

  • 61.

    Ревель В. Психология: процедуры исследования личности и психологии. Эванстон: Северо-Западный университет; 2018. https://CRAN.R-project.org/package=psychVersion=1.8.12.

  • 62.

    Кларк К. Непараметрический многомерный анализ изменений в структуре сообщества. Aust J Ecol. 1993; 18 (1): 117.

  • Сравнительный анализ с помощью дисперсионного анализа и моделирования структурных уравнений

    Внекорневая подкормка двух уровней лимонной и яблочной кислоты (100 или 300 мг / л -1 ) была исследована по высоте стебля цветка, высоте растения, продуктивности цветка и урожайности. индексы (свежий урожай, сухой урожай и соотношение корней и побегов) Gazania .В качестве контрольной обработки использовали дистиллированную воду. Многофакторный анализ показал, что, хотя экспериментальные обработки не оказали значительного влияния на сырую массу и количество цветков, сухой вес растения был значительно увеличен на 300 мг яблочной кислоты на литр -1 . Лимонная кислота в дозах 100 и 300 мг L -1 и 300 мг L -1 яблочная кислота значительно увеличивала свежую массу корней. Как высота растения, так и длина цветоноса были значительно увеличены при всех внесенных уровнях лимонной и яблочной кислоты.Время отображения цветов на растении увеличивалось во всех вариантах обработки по сравнению с контрольной обработкой. Отношение корней к побегам значительно увеличивалось в 300 мг лимонной кислоты L -1 по сравнению со всеми другими обработками. Эти данные подтверждают более ранние сообщения о том, что лимонная кислота и яблочная кислота как экологически безопасные химические вещества эффективны в различных аспектах роста и развития сельскохозяйственных культур. Моделирование структурных уравнений используется параллельно с дисперсионным анализом, чтобы сделать вывод о влиянии факторов и возможном пути эффектов.

    1. Введение

    Gazania - небольшой род из 16 видов, все эндемики южной Африки и принадлежащие к семейству сложноцветных (сложноцветных). Он является членом трибы Arctoteae, подтрибы Gorteriinae, , которая включает семь других родов: Berkheya, Gorteria, Cuspidia, Didelta, Heterorhachis, Cullumia, и Hirpicium [1]. Помимо других видов цветов, Gazania rigens L., член однолетних цветов, представляет собой важный декоративный материал для общественных зеленых насаждений, садов, цветочных стендов и т. Д. [2].Легко размножается, имеет привлекательные цветы с длительным периодом цветения, с середины весны до осени; Gazania в наши дни широко используется в городском декоре. Тем не менее, Gazania считается одним из тех ландшафтных грунтов, которые подвержены водному стрессу [3]. Повышение качества декоративных элементов является серьезной проблемой, особенно в суровых городских условиях, которые требуют повышенной устойчивости к различным воздействиям окружающей среды. Поэтому были бы интересны простые в применении методы, которые могут улучшить производительность установки.

    Эндогенные органические кислоты являются источником углеродного скелета и энергии для клеток и используются в дыхательном цикле и других биохимических путях. Следовательно, они могут повлиять на срок годности срезанного цветка [4]. Яблочная кислота метаболизируется в митохондриях растений под действием яблочного фермента [5]. Малат является обычным резервным анионом, который играет роль в вакуоли растений как противоион для K и Ca [6], особенно у нитратзависимых растений [7]. Корни кальциколевых растений (растений, произрастающих в щелочных почвах) выделяют цитрат и малат, что позволяет им извлекать P и Fe из таких почв [8].Eidyan et al. сообщили, что распыление лимонной кислоты (0,1%, вес / объем) увеличивало срок годности срезанных растений туберозы и увеличивало размер луковиц в синергизме с листовым Fe [9]. Распыление лимонной кислоты перед сбором урожая (0,15%, мас. / Об.) Увеличивало средний срок хранения срезанных цветков лилии в вазе с 11,8 при контрольной обработке до 14 дней [10]. Растения базилика ( Ocimum basilicum L.), обработанные лимонной кислотой (0,1%, мас. / Об.), Давали более высокую биомассу и выход эфирного масла [11]. В другом исследовании укропа было выявлено, что вегетативные параметры растений, а также устойчивость к мучнистой росе улучшались за счет комбинации 0.3% лимонная кислота и 0,1% яблочная кислота [12]. Они предположили повышенную экссудацию органических кислот корнями в ответ на действие органических кислот на листьях, что недавно было подтверждено An et al. [13]. Эль-Тохами и др. сообщили, что опрыскивание лимонной кислотой индуцировало засухоустойчивость фасоли [14]. Сообщается об увеличении урожайности, вызванном положительным взаимодействием между опрыскиванием лимонной кислотой и инокуляцией семян микоризой, Azotobacter и Azospirillum [15].

    Настоящее исследование направлено на оценку использования лимонной кислоты и яблочной кислоты в качестве биостимуляторов для улучшения декоративных свойств Gazania .В этом исследовании мы стремились проверить, может ли распыление лимонной и яблочной кислот для листвы повысить качество и производительность декоративного ландшафтного декоративного растения. Мы исследовали влияние этих органических кислот как на растительный покров, так и на корневую систему, чтобы проверить возможные изменения в схеме распределения между побегом и корнем.

    2. Материалы и методы

    Эксперимент проводился в экспериментальной теплице муниципального района Кум (Кум, Иран). Лимонную кислоту и яблочную кислоту (Sigma-Aldrich, чистота 99%) применяли в виде опрыскивания листьев, каждая в двух концентрациях (100 или 300 мг л -1 ).Контрольная обработка включала некорневые опрыскивания дистиллированной водой. Эксперимент проводился по полностью рандомизированной схеме. Размер выборки составлял 18 горшков на обработку, за исключением контрольной обработки, где использовали 9 горшков.

    Семена Gazania высаживали в пробки в ноябре, а затем через 30 дней пересаживали в пластиковые горшки, содержащие (1: 1: 1 по объему) смесь садовой почвы, листового компоста и торфяного мха. PH определяли (pH ≈ 7) в смеси среда / вода 1: 1 с помощью pH-метра Jenway модели 3030 (Felsted, UK).Растения помещали в теплицу при средней дневной / ночной температуре 26/18 ° C и влажности почвы 60–70%. Всего было применено шесть опрыскиваний, начиная с 45 дней после появления всходов, когда листья были около семи см в длину. Распыления повторялись каждые две недели. Использовали ручной опрыскиватель, и каждое опрыскивание продолжали до тех пор, пока жидкость не стекала свободно с листвы. Во все спреи добавляли коммерческий адъювант (Citogate). После начала цветения во всех обработках регистрировали время появления цветов.Другие признаки регистрировали через 150 дней после появления всходов, включая длину цветоноса, высоту растения, характеристики цветков и показатели урожайности, включая урожай в свежем виде, сухой урожай и R: S (соотношение корней к побегам).

    2.1. Анализ данных

    Дисперсионный анализ выполняли с помощью программного обеспечения SPSS (версия 16.0, SPSS Inc., Чикаго, США). Предварительный анализ (изучение нормальных графиков вероятности и диаграмм рассеяния) был проведен, чтобы гарантировать отсутствие нарушения предположений о нормальности и гомоскедастичности.Средние значения были разделены тестом Дункана, когда тест оказался значимым при. Анализ моделирования структурных уравнений (SEM) проводился с использованием AMOS-расширения SPSS.

    3. Результаты

    Параметры съемки . Растения, обработанные 300 мг яблочной кислоты L -1 , давали самый высокий уровень сухой массы побегов на горшок по сравнению с контролем (Таблица 1). Такая же картина наблюдалась и в общем производстве сухой биомассы растениями. Однако влияние на свежую массу побегов было менее выраженным, и существенной разницы между обработками не наблюдалось.Содержание воды в растениях Gazania было немного снижено под действием яблочной кислоты по сравнению с обработками, содержащими лимонную кислоту; тем не менее, ни один из них не считался значимо отличающимся от контрольного лечения (таблица 1).

    904 21 9042 b6 22,52 3,741 до н.

    9042 904 904 904 904 904 904

    Обработка Вес в свежем виде (г) Вес в сухом виде (г) Вес свежего корня (г) Сухой вес корня (г) соотношение (DW) Сухая биомасса (г) Содержание воды (%) Длина цветоноса (см) Высота растения (см) Количество цветов Время показа цветов (день)

    Контроль 223 30 0.96 c 0,035 31,4 85,9 ab 16,3 b 19,1 c 16,3 7,4 c 100421 231 34,5 2,8 ab 1,2 до н.э. 0,034 35,6 84,9 b 21,2 a 8,6 b
    MA 300 мг L −1 279 43,8 3,6 a 1,6 ab 0,042 9034 9034 9034 9042 0,042 9034 9034 22,4 a 23,4 ab 13,5 8,4 b
    CA 100 мг L −1 254 30,4 266 38,6 3,7 a 1,8 a 0,049 40,4 85,5 ab 22 a

    3

    8,7 b
    test ** ** нс нс * ** ** нс **
    CV (%, среднее) 38.9 45,7 39,3 48,8 41,5 42,9 3,4 15,8 12,8 44,7 6,3

    те же 904 , за которыми следует та же буква, существенно не различаются в соответствии с критерием множественного диапазона Доункана (<0,05). Буквы не отображались для тех, кто был признан несущественным при тестировании.
    нс: незначительно, * значимо (<0.05) и ** значимо (<0,01).

    Параметры корня . Обе обработки лимонной кислотой и 300 мг яблочной кислоты L -1 значительно увеличивали свежую массу корней (Таблица 1). Увеличение концентрации обеих применяемых органических кислот привело к увеличению сухой массы корней (таблица 1). Однако не было разницы между концентрациями яблочной кислоты в 100 и 300 мг / л -1 , тогда как при обработке лимонной кислотой свежий вес корня был значительно больше, когда концентрация увеличивалась со 100 до 300 мг / л -1 .Яблочная кислота в 300 мг на уровне L -1 и оба уровня лимонной кислоты увеличивали соотношение R: S по сравнению с контролем.

    Параметры цветения . Все концентрации органических кислот значительно увеличивали время демонстрации цветов. Среди обработок только 100 мг L -1 лимонной кислоты значительно увеличили его (Таблица 1). Все применяемые уровни органических кислот приводили к получению значительно более высоких растений (Таблица 1). При всех обработках органическими кислотами растения Gazania имели значительно более длинный цветонос, чем необработанный контроль.Какая-либо значимая разница между применяемыми концентрациями органических кислот отсутствовала (таблица 1).

    Как видно из экспериментальных данных на разработанной путевой диаграмме, лимонная кислота является единственным фактором, ответственным за увеличение времени демонстрации цветов; однако объясняется небольшая часть дисперсии (7%), и связанный с этим механизм остается неясным (Рисунок 1). СЭМ предполагает, что лимонная кислота в первую очередь увеличивала высоту растения и, следовательно, длину цветоноса. В случае яблочной кислоты влияние на длину цветоноса считалось прямым, в то время как влияние на высоту растений предполагалось опосредованным опосредованно.Положительное влияние яблочной кислоты на длину цветоноса сопровождается отрицательным влиянием на количество цветков. Наблюдаемый эффект на распределение корней опосредован увеличением сухой массы побегов, вызванным как лимонной, так и яблочной кислотами (объяснение 52% дисперсии).


    4. Обсуждение

    Наши результаты показывают положительный эффект применения органических кислот на параметры корней, высоту растений и параметры цветения. Это указывает на то, что эти органические кислоты могут улучшить декоративную ценность Gazania как уличного декоративного растения.Как и предполагалось ранее, был отмечен сдвиг в структуре распределения ассимилятов. Увеличение времени демонстрации цветов в нашем эксперименте можно считать относительно аналогичным предыдущим результатам увеличения срока годности ваз за счет распыления лимонной кислоты на срезанную туберозу [9], лилию [10] и увеличение срока хранения свежесрезанного укропа [12]. . Однако здесь мы впервые сообщаем, что обе органические кислоты увеличивают продолжительность жизни прикрепившихся к растению цветков.

    Более высокие растения в ответ на опрыскивание обеих органических кислот согласуются с более ранним отчетом об укропе [12], где было замечено, что как органические кислоты, так и их комбинация привели к образованию более высоких растений укропа.Анализ SEM предполагает, что увеличение длины цветоноса, по крайней мере, частично регулируется теми же факторами, которые вызывают увеличение высоты растения.

    Eidyan et al. [9] отметили синергизм между некорневой подкормкой Fe и лимонной кислотой в увеличении размера луковиц туберозы. Сообщалось о снижении веса надземных луковиц за счет лимонной кислоты и некоторых комбинаций распыления лимонной кислоты и яблочной кислоты у лилии. Они предположили, что это могло быть связано с эффектом распределения углеводов этими органическими кислотами [10].Наши наблюдения об увеличении выделения углеводов корням согласуются с этими сообщениями. Мы можем предположить, что в этих экспериментах существовала аналогичная схема распределения по корневой системе, подобная тому, что мы заметили здесь, которая была ответственна за более крупные подземные луковицы у туберозы и снижение веса надземных луковиц у лилии.

    Эндрюс рассматривал уровень N в листе [16] и концентрацию белка в листьях [17] как факторы, которые объясняют основную долю вариации в соотношении S: R (от побега к корню).Позже он пришел к выводу, что все воздействия окружающей среды на S: R часто механистически связаны с их влиянием на концентрацию белка в листьях [18]. Однако, хотя эти выводы могут быть применены к хорошо удобренным растениям, есть и другие идеи относительно отношения R: S с точки зрения управления стрессом. Для определения отношения R: S предлагается абсолютное количество подземного и надземного экологического стресса с учетом соотношения подземного и надземного экологического стресса и потенциала роста самого вида [19].В другом исследовании выживаемость проростков разных видов положительно коррелировала с распределением корней [20]. В нашем эксперименте мы можем рассматривать увеличение отношения R: S за счет применения органической кислоты как адаптацию растений к потенциальным стрессам окружающей среды. На вегетативные показатели, такие как высота растения и длина цветоноса, и в некоторых случаях накопление сухой биомассы, положительно сказывается наряду с повышенным соотношением R: S, поэтому мы можем сделать вывод, что эти обработки помогли растению адаптироваться и лучше реагировать на экологическую ситуацию за счет более эффективная корневая система, способствующая лучшему росту побегов.

    Мы наблюдали диапазон отношения R: S (от 3,5% до 4,9% DW), который был ниже, чем то, о чем ранее сообщали Ниу и Родригес [21]. Они сообщили о соотношении R: S от 7 до 8% при посадке растений в более легкую среду (канадский сфагновый торфяной мох, перлит + увлажняющий агент), который может вызвать большее разрастание корней, чем то, что мы использовали (смесь садовой почвы, листового компоста и торф). Использование более легкой среды может увеличить скорость восстановления тонких корней, которые составляют большую долю в Gazania .В нашем эксперименте, возможно, более густая среда вызвала потерю части сверхтонких корней и корневых волосков во время процесса изоляции корня для утяжеления. Однако, поскольку эта потенциальная потеря одинаково повлияла на все виды лечения, ее нельзя рассматривать как источник отклонений в нашем исследовании. Наш более длительный экспериментальный период (150 против 90 дней) может быть еще одним аргументом, объясняющим эту разницу. Уменьшение отношения R: S по возрасту / размеру у травянистых растений хорошо задокументировано [22]. Тем не менее, для окончательного вывода может потребоваться больше данных о соотношении R: S у растения Gazania в различных условиях культивирования.

    В отношении корней, сухой массы и времени появления цветков мы наблюдали значительные различия в реакции на внесенные концентрации лимонной кислоты. В случае яблочной кислоты, хотя не было значительных различий между применяемыми концентрациями, но в корне, сырой массе и сухой массе корня мы видим, что только более высокая концентрация считается значительно отличающейся от контроля. По сравнению с более ранними сообщениями, здесь мы наблюдаем большее сходство между ответами отдельных признаков на органические кислоты.По некоторым признакам более низкая концентрация дала хорошие результаты, которые дают нам представление о возможных различных паттернах реакции на концентрацию применяемых органических кислот. Поэтому мы предлагаем тестировать как более низкие, так и более высокие концентрации этих органических кислот, чтобы лучше понять этот вопрос.

    Анализ SEM предлагает контролирующий эффект по сухой массе побегов на соотношение R: S. С другой стороны, это говорит о том, что на сухой и свежий вес корней положительно влияет биомасса побегов. Это может показаться контрастирующим и может вызывать вопросы.Можно сделать вывод, что наблюдаемое контролирующее влияние сухой массы побегов на соотношение R: S могло быть результатом уменьшения отношения R: S за счет увеличения размера / возраста растения. Это соответствовало бы предыдущему выводу, сделанному в обзоре литературы Уилсоном относительно уменьшения отношения R: S у травянистых растений с возрастом / размером, за исключением корнеплодов [22]. Наблюдение за зависимостью сухой и сырой массы корней от сухой массы побегов может служить представителем зависимости роста корней от выделенных побегами углеводов.Следовательно, было бы естественно ожидать, что корневая система большего размера будет поддерживаться более крупной системой побегов.

    5. Заключение

    Лимонная кислота и яблочная кислота, возможно, повлияли на распределение углеводов в сторону корневого распределения в нашем исследовании. Более сильная корневая система поддерживает лучшую систему побегов. Учитывая накопленные данные о влиянии лимонной кислоты и яблочной кислоты и о том, как они воздействуют на растения в относительно низких концентрациях, а также о стабильности между растениями из разных семейств, можно отметить отчетливую картину регулирующих эффектов.Тот факт, что они воздействуют на растения в низких концентрациях вместе с ингибирующим действием более высоких концентраций этих органических кислот, о котором сообщалось ранее, позволяет нам сделать вывод, что их содержание углеводов может не играть важную роль в создании наблюдаемых реакций. Поскольку это и экологически чистые, и недорогие агенты, кажется многообещающим продолжить работу по обобщению различных эффектов этих органических кислот на растения и понять механизм, с помощью которого они проявляют свое влияние на растения.

    Кроме того, мы можем обратить внимание на использование моделирования структурных уравнений (SEM) в такого рода исследованиях; как мы видим здесь, это может помочь в краткой форме выявить и визуализировать ключевые важные моменты, представляющие интерес. Однако есть некоторые различия, видимые между результатами ANOVA и SEM, которые связаны с различием в алгоритме расчета. SEM-анализ придает больший вес корреляции между переменными, чем ANOVA. Объединив оба анализа, мы можем получить более полный результат.Для подтверждения предложенного пути эффектов и предложенной модели, будет интересна дальнейшая работа в различных условиях на одном и том же заводе. Митчелл [23] рекомендовал использовать SEM в качестве мощного инструмента для применения анализа путей к наборам данных наблюдений в области экологии и эволюции, и здесь мы видим положительную перспективу применения этого инструмента моделирования в исследованиях растений.

    Конфликт интересов

    Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов в отношении публикации данной статьи.

    Для нормального роста пыльцевых трубок и оплодотворения требуется насос Ca2 + с плазматической мембраной растений

    Абстрактные

    Считается, что сигналы

    Ca 2+ играют важную роль в росте и развитии растений, включая ключевые аспекты роста и оплодотворения пыльцевых трубок. Динамика сигнала Ca 2+ в значительной степени контролируется притоком (через каналы) и оттоком (через насосы и антипортеры). Геном Arabidopsis кодирует 14 насосов Ca 2+ , 10 из которых принадлежат к семейству аутоингибируемых Ca 2+ АТФаз (ACA), которые, как предполагается, активируются Ca 2+ / кальмодулином.Здесь мы показываем, что изоформа ACA9 экспрессируется главным образом в пыльце и локализуется на плазматической мембране. Было обнаружено, что три независимых T-ДНК [часть плазмиды Ti (индуцирующая опухоль), которая переносится в клетки растений] нарушения гена ACA9 приводят к частичной мужской стерильности. Комплементацию наблюдали с помощью слияния ACA9-желтый флуоресцентный белок (YFP), который обнаруживал локализацию на плазматической мембране. Пыльца мутанта aca9 продемонстрировала пониженный потенциал роста и высокую частоту прерванного оплодотворения, что привело к уменьшению завязывания семян более чем на 80%.Эти данные идентифицируют переносчик Ca 2+ плазматической мембраны как ключевой регулятор развития пыльцы и оплодотворения у цветковых растений.

    Ca 2+ необходим для эукариотических клеток как важный вторичный посредник (передача сигналов), так и как структурный компонент ферментов и макромолекулярных комплексов («клеточное питание») (1). Хотя Ca 2+ необходим, высокие концентрации в цитоплазме также могут быть токсичными. В результате появилось множество различных систем, которые чувствуют, реагируют и регулируют цитозольный Ca 2+ .И растения, и животные используют комбинацию ионных насосов, антипортеров и унипортеров для контроля цитоплазматической динамики Ca 2+ (2, 3), включая семейство кальмодулин-активируемых ионных насосов Ca 2+ -ATPase: плазматическая мембрана Ca 2+ АТФаз (PMCA) у животных и аутоингибирование Ca 2+ ATPases (ACAs) у растений (4, 5). У мышей фенотипы, возникающие в результате нокаутированных мутантов различных PMCA, включают дефекты слуха и баланса (для PMCA2), мужскую стерильность (для PMCA4) и летальность (для PMCA1) (6, 7).Множество ген-специфических фенотипов подтверждают предположение, что АТФазы Ca 2+ эволюционировали для выполнения множества клеточных функций, некоторые из которых важны для развития многоклеточных организмов.

    В растениях Ca 2+ участвует во многих физиологических процессах, включая рост кончиков пыльцевых трубок (8-17) и оплодотворение (18). Половое размножение у растений требует, чтобы пыльца (мужской гаметофит) подвергалась направленному росту, чтобы достичь зародышевого мешка (женский гаметофит) и вывести две сперматозоиды в восприимчивую синергидную клетку (19).В то время как инвазивные эксперименты, которые блокируют или изменяют сигналы Ca 2+ , как было показано, модулируют развитие и оплодотворение пыльцы, генетические доказательства, подтверждающие роль транспорта Ca 2+ , до сих пор отсутствуют.

    В Arabidopsis имеется 14 насосов Ca 2+ из двух различных семейств (20) [10 ACA и 4 Ca 2+ ATPases (ECAs) типа эндоплазматического ретикулума]. Хотя ACA наиболее тесно связаны с АТФазами Ca 2+ плазматической мембраны животных, они отличаются ( и ), имеющими изоформы, расположенные в эндоплазматическом ретикулуме и тонопласте, в дополнение к плазматической мембране и ( ii ) их регулируемый кальмодулином аутоингибитор расположен на N-конце вместо C-конца (21–23).Основываясь на сходстве аминокислот и положениях интронов, ACA можно разделить на 4 подсемейства (20), при этом ACA8, ACA9 и ACA10 составляют подсемейство 4 (рис. 1 a ). Один член этого подсемейства, ACA8, ранее был локализован на плазматической мембране (23).

    Рисунок 1.

    Диаграммы, показывающие взаимосвязь ACA9 с другими насосами Ca 2+ в семействе P 2B и положения нарушений гена Т-ДНК.( a ) Дерево последовательности расстояний для P 2B Ca 2+ -ATPases в A . thaliana , на основе исх. 20. ПМ, плазматическая мембрана; ER, эндоплазматический ретикулум. ( b ) Карта вставок Т-ДНК в ACA9 . Показаны границы Т-ДНК для левого (L) и правого (R). Цифры указывают точку вставки Т-ДНК, как указано как положение нуклеотида ниже стартового кодона в положении 1. Вставки Т-ДНК в aca9 - 2 и aca9 - 3 вставлены в экзоны, тогда как Вставка Т-ДНК в aca9 - 1 вставлена ​​на границе экзон-интрон.( c ) Siliques от самоопыленных и реципрокных скрещиваний между aca9 и растениями WT. Справа показан увеличенный вид кремнезема, очищенного этанолом. Указан процент посевного материала по секторам ( n = 198 стручков).

    Здесь мы предоставляем доказательства того, что ACA9 функционирует в плазматической мембране пыльцевой трубки и является ключевым регулятором роста и оплодотворения пыльцевой трубки. Было показано, что три независимых нарушения гена ACA9 приводят к полуостерильному фенотипу.Этот фенотип происходит из-за двух дефектов мужского гаметофита. Во-первых, мутантные пыльцевые трубки демонстрируют пониженную скорость роста и потенциал роста (то есть длину). Во-вторых, мутантные пыльцевые трубки, которые достигают семяпочки, демонстрируют высокую частоту прерванного оплодотворения. Наши результаты предоставляют генетические доказательства роли переносчика Са 2+ в росте пыльцы и оплодотворении.

    Материалы и методы

    Выделение мутантов вставки Т-ДНК.Мутанты были идентифицированы с помощью скрининга на основе ПЦР Т-ДНК Arabidopsis thaliana (Wassilewskija-2) [часть Ti (индуцирующей опухоль) плазмиды, которая переносится в клетки растений] мутантных вставок, созданных в Университете Висконсина Arabidopsis нокаутирующее устройство (24). Три разных мутанта aca9 [ aca9 - 1 (ssJH № 108), aca9 - 2 (ssJH № 109) и aca9 - 3 (ssMP № 22)] были идентифицированы, и все они несли маркер устойчивости к канамицину во вставке Т-ДНК.Растения, гомозиготные по вставке Т-ДНК, были идентифицированы по неспособности амплифицировать полосу WT с использованием ACA9-специфических праймеров, фланкирующих вставку. Пограничные фрагменты Т-ДНК амплифицировали и секвенировали для каждой вставки, чтобы проверить сайт вставки.

    Конструкции плазмид и трансформация растений. Растения трансформировали с использованием Agrobacterium (GV3101) и методом окунания цветов (25). Для всех плазмид, полученных с помощью ПЦР, кодирующие последовательности секвенировали, чтобы гарантировать отсутствие ошибок ПЦР.

    ACA9-промотор :: конструкция GUS (пс № 533). Последовательность 1,171 п.н. перед стартовым кодоном ATG ORF ACA9 амплифицировали с помощью ПЦР из ДНК Arabidopsis Ws-2 и вставляли в вектор pGreen (26), несущий маркер устойчивости к гигромицину. Репрезентативными линиями трансгенных растений, экспрессирующих эту конструкцию, являются ssJH №№. 468–470.

    Конструкция ACA9-промотор :: ACA9-YFP (пс №580). Геномная / кДНК-гибридная последовательность ACA9 (At3g21180) была сконструирована из ПЦР-амплифицированных фрагментов кДНК и геномной ДНК (экотип Col) и вставлена ​​вместе с последовательностью промотора ACA9 в вектор pGreen, несущий маркер устойчивости к гигромицину. T 2 растений из шести независимых линий были визуализированы с аналогичными результатами (линии растений ss № 471–473 и ss № 474–476 в aca9 - 1 и aca9 - 2 фонов, соответственно) .

    Конструкция ACA9-промотор :: GFP (пс № 536). Последовательность промотора ACA9 была вставлена ​​в вектор pBIN (несущий маркер устойчивости к basta (27) и модифицирована для экспрессии слитых GFP ниже промотора 35s (28). Репрезентативные линии трансгенных растений, экспрессирующие эту конструкцию, представляют собой ss nos.456 , 460 и 464, в родительском фоне, соответствующем aca9 - 1, aca9 - 2 и Ws соответственно.

    Конструкция ACA8-промотор ACA9 :: ACA8-GFP-TAP2 (пс № 534) была основана на векторе pGreen, несущем маркер устойчивости к гигромицину. Репрезентативными линиями трансгенных растений, экспрессирующих эту конструкцию, являются ssJH №№. 480 и 483 в фонах aca9 - 1 и aca9 - 2 соответственно.

    Прорастание пыльцы. Пыльцу проращивали на агаризованной среде с 1% агаром, 80 ppm борной кислоты, 5 мМ CaCl 2 , 20% сахарозой и 10 ppm мио-инозитолом (pH 5.8) и инкубировали в течение ночи при комнатной температуре и влажности 100%.

    Конфокальная микроскопия. Изображения зеленых и желтых флуоресцентных белков (GFP и YFP) были получены на конфокальной системе Bio-Rad MRC1024, присоединенной к микроскопу Zeiss Axiovert 100TV, с использованием объектива × 63 (NA1.4), набора эмиссионных фильтров 522-DF35 и лазер на смеси газов на криптоне и аргоне для генерации линии возбуждения 488 нм. Изображения дифференциального интерференционного контраста (ДИК) были собраны в той же системе с использованием одного детектора проходящего света.Псевдоцветные изображения были объединены с использованием программного обеспечения openlab Improvision (Lexington, MA).

    Окрашивание анилиновым синим. Пестики фиксировали в 10% уксусной кислоте, 30% хлороформе и 60% этаноле в течение 2 часов, инкубировали в 4 М NaOH в течение 10 минут, трижды промывали 50 мМ фосфатом калия (pH 7,5) и затем окрашивали в течение 12 часов. с 0,05% анилиновым синим в 50 мМ фосфате калия (pH 7,5) (29). Пестики слегка сдавливали между предметным стеклом и покровным стеклом и фотографировали камерой Leica DC 300F, установленной на микроскопе Leica (Дирфилд, Иллинойс) MZ FL III, с использованием возбуждения 425/40 нм и длиннопроходного фильтра 475 нм.

    ПЦР в реальном времени. Примерно 100 нг тотальной РНК, экстрагированной из ткани Arabidopsis , подвергали обратной транскрипции с использованием либо праймера 5'-AAT TGC TAG TGG CCA GCT GAC-3 ', специфичного для ACA9, либо праймера 5'-GTC GAT триозофосфатизомеразы (At3g55440) AAA CTC AGG CTT A-3 ′. Реакции ПЦР в реальном времени проводили на Roche Lightcycler с использованием красителя LightCycler FastStart DNA Master SYBR Green I (Roche) и пар праймеров 5'-TAG CCA AGA AAA TAA CGG TGA T-3 ', 5'-TTG TTA TAA GAG GTT CCC TTC T-3 'для ACA9 и 5'-TTT CAC TGG TGA AGT GAG TG-3', 5'-GTC GAT AAA CTC AGG CTT TA-3 'для триозофосфат-изомеразы (контроль нормализации).Для анализа данных использовалось программное приложение q-gene (30).

    Комплементация дрожжевых мутантов. Конструкции, кодирующие полноразмерный ACA9 и усеченный ACA9ΔN (без первых 93 аминокислот), были сконструированы в вектор экспрессии дрожжей (pYES2, Invitrogen) под контролем индуцируемого галактозой промотора. Saccharomyces cerevisiae штамм K616 (MATa, pmr1 :: HIS3, pmc1 :: TRP1, cnb1 :: LEU2, ura3 ) (31) был трансформирован плазмидами pYES2-pYES2-ESNA9, и пустой вектор pYES2 с использованием методов LiOAc / полиэтиленгликоль (PEG) (32).Аналогичным образом штамм K601 ( MATa, leu2, his3, ade2, trp1, ura3 ) трансформировали пустым вектором pYES2. Трансформанты были отобраны для прототрофии урацила путем посева на дрожжевую среду, содержащую 2% глюкозы, 2% бакто-агара, 50 мМ янтарной кислоты (pH 5,5), 0,7% (вес / объем) дрожжевого азотного основания, 30 мкг / мл аденина, 30 мкг / мл. мкг / мл каждой из аминокислот his, leu и trp и 10 мМ CaCl 2 и инкубируют при 30 ° C в течение 3 дней. Колонии Ura + выращивали в аналогичной среде без агара при 30 ° C до достижения OD 600 0.5 и 7 мкл дрожжевой культуры помещали в виде капель на четыре разные среды: 2% глюкозы или галактозы, 2% бакто-агара, 50 мМ янтарной кислоты (pH 5,5), 0,7% (вес / объем) азотного основания дрожжей, 30 мкг / мл аденина, 30 мкг / мл каждой из аминокислот his, leu и trp и либо 10 мМ CaCl 2 , либо 10 мМ EDTA.

    Тесты наложения кальмодулина. Фрагмент ACA9 длиной 247 пар оснований, кодирующий Met-40 на Ala-95, амплифицировали с помощью ПЦР и клонировали в плазмиду pGEX-4T (Amersham Pharmacia Bioscience), что привело к N-концевому слиянию с глутатион- S -трансферазой.Слитый белок экспрессировали в штамме E. coli BL21 (DE3) pLysS (Novagen) стандартными процедурами. Лизат цельных клеток (50 мкг белка) разделяли с помощью SDS / PAGE и наносили электроблоттинг на мембрану Immobilon-P (Millipore). После ренатурации мембраносвязанных полипептидов с использованием градиента гуанидин-HCl (4 M, 3 M, 1 M и 0,1 M) в трис-солевом буфере (25 мМ NaCl / 25 мМ Трис · HCl, pH 7,5 / 1 мМ DTT / 5 мМ MgCl 2 ), мембрану покрывали 1% BSA в том же буфере с 0.04% Tween 20, но без гуанидин-HCl, а затем зондирование с помощью биотинилированного кальмодулина бычьего мозга (Calbiochem) в соответствии с протоколом производителя в присутствии 1 мМ CaCl 2 или 5 мМ EGTA.

    Результаты

    Нарушения гена ACA9 приводят к уменьшению набора семян. Для исследования биологических функций транспортеров Ca 2+ в растениях мы идентифицировали растения, несущие разрывы Т-ДНК во всех 14 насосах Arabidopsis Ca 2+ .В отличие от животных (7), в лабораторных условиях не было обнаружено существенного значения одного насоса, о чем свидетельствует способность восстанавливать жизнеспособные гомозиготные растения для каждого из 14 нарушений генов. Тем не менее, фенотип частичной стерильности наблюдался для нарушений ACA9 , как впервые было замечено неменделирующей сегрегацией гомозигот (4,8% - / - против ожидаемых 25%, n = 1899, P <0,0001). .

    Три независимых мутанта ACA9 ( aca9 - 1, aca9 - 2 и aca9 - 3 , рис.1 б ) были идентифицированы с помощью ПЦР-скрининга коллекции растений, трансформированных Т-ДНК (24). Все гомозиготные растения aca9 давали более короткие стручки с 80% меньшим количеством семян на стручок (т. Е. 5–8 семян) (рис. 1 c ). ). Подсчет семян варьировал в зависимости от условий культивирования. В Копенгагене типичные урожаи составляли aca9, = 4,9 ± 0,5 и WT WS-2 = 56,2 ± 1,4; в Сан-Диего типичная урожайность составила aca9 = 7,8 ± 2,4 и WT WS-2 = 47.2 ± 2.7. Второй особенностью этого фенотипа было неравномерное распределение семян внутри стигмы, 96% семян располагались в верхней половине (конец рыльца) (рис. 1 c ). Врезка ).

    Доказательства того, что фенотип уменьшенного завязывания семян был результатом нарушения гена в ACA9 , были подтверждены комплементацией. Мутант aca9 - 1 растения трансформировали ACA9 , слитым с YFP и экспрессируемым под контролем промотора ACA9 .В линиях трансгенных растений второго поколения, гомозиготных по конструкции ACA9-YFP , набор семян восстанавливали до уровней, близких к уровням WT (средний набор семян на стручок = 40,6 ± 2,2, n = 3 трансгенных линии). Таким образом, три независимых нарушения гена и комплементация указывают на то, что плохой набор семян является результатом потери функции гена ACA9 (т.е. «нокаут»).

    aca9 Пыльцевые пробирки показывают дефекты роста и оплодотворения. Чтобы определить биологическую основу фенотипа уменьшенного набора семян, мы инициировали реципрокные скрещивания между мутантами и дикими животными. Когда мутантную пыльцу использовали для удобрения цветка дикого растения, мы всегда получали очень плохой набор семян, сравнимый с самоопыляющимся растением aca9 (- / -). Напротив, когда пыльцу WT использовали для оплодотворения мутантного цветка, у некоторых стручков был восстановлен полный набор семян (рис. 1 c Верхний правый ). Чтобы дополнительно проверить фенотипический вклад женского гаметофита, мы использовали пыльцу WT для оплодотворения гетерозиготного мутанта aca9 (i.е., 50% материнских родительских семяпочек = aca9 ). Путем генотипирования потомства этого скрещивания мы наблюдали ожидаемое соотношение 1: 1 wt и aca9 аллелей (F 1 = 48% aca9 (- / +), n = 350, P <0,0001) . Вместе эти результаты показывают, что снижение фенотипа семян является результатом одного дефекта пыльцы без значительного влияния женского гаметофита.

    Пыльца мутанта aca9 имеет два дефекта.Во-первых, они показали пониженный потенциал роста in vivo, и in vitro, . Окрашивание анилиновым синим пыльцы, прорастающей через пестики, показало, что пыльцевые трубки aca9 имели на 90% сниженную частоту достижения базального конца пестика (рис.2 a и b ). С течением времени роста пыльцы снижение скорости роста стало заметным примерно к 5 часам (рис. 2 c ). Этот пониженный потенциал роста согласуется с тестами in vitro , которые показывают примерно 75% уменьшение длины мутантных пыльцевых трубок по сравнению с диким растением (через 24 часа 99.1 ± 20,1 мкм против 378,1 ± 40,8 мкм). Этот пониженный потенциал роста частично объясняет наблюдаемую тенденцию к успешному оплодотворению на конце рыльца пестика (рис. 1 c Врезка ).

    Рис. 2.

    aca9 пыльцевые трубки показывают дефекты потенциала роста и взаимодействия с семяпочками.( a ) Примеры пестиков aca9 и WT, окрашенных анилиновым синим (29), чтобы показать положения самых длинных пыльцевых трубок. ( b ) Фракция пестиков растений WT и aca9 с пыльцевыми трубками, достигающими базальной трети пестика, по сравнению с трубками, доходящими до дна (т.е. последних четырех позиций семян), что выявлено окрашиванием анилиновым синим. ( c ) In vivo скорость роста пыльцевых трубок WT и aca9 пыльцевых трубок, что выявлено окрашиванием анилиновым синим.( d ) Примеры пыльцевых трубок aca9 , в которых оплодотворение было успешным (F, эмбрион вырос) или заблокированным (B, эмбрион не изменился). Стрелки указывают на кончик пыльцевой трубки внутри семяпочки. События были подсчитаны только в верхней половине пестика, где мы ранее определили, что мутантная пыльца была способна к почти нормальному потенциалу роста. ( Правый ) Процент заблокированных событий оплодотворения составил> 50% в этом регионе. ( e ) Примеры прерывания выделения из пыльцевой трубки (Выделение -) по сравнению с успешными реакциями оплодотворения (Выделение +).Показаны изображения с помощью дифференциального интерференционного контраста (ДИК) семяпочек, наложенных на флуоресцентные изображения пыльцевых трубок от растений aca9 (- / -), трансформированных конструкцией ACA9-промотор :: GFP . Фракцию пыльцевых трубок, показывающих успешный выброс в синергидную клетку (стрелка), оценивали по высвобождению цитозольного GFP в большую площадь, занимаемую синергидом, как ранее было установлено Faure et al . (47). ( слева, ) Обобщена фракция пыльцевых трубок, показывающих успешный выброс в синергидную клетку у растений WT и aca9 (- / -).

    Во-вторых, мутантная пыльца также показала высокую частоту прерванного оплодотворения. Этот результат был впервые обнаружен при окрашивании созревающих кремнеземов анилиновым синим (рис. 2 d ). В случаях, когда окрашивание показало, что пыльцевая трубка достигла семяпочки, более 50% семяпочек не смогли развить эмбрион. Поскольку дефект aca9 , по-видимому, ограничен мужским гаметофитом, мы интерпретировали это прерванное развитие как неспособность завершить оплодотворение.

    Дефект оплодотворения был подтвержден микроскопическим исследованием взаимодействий между пыльцевыми трубками и зародышем-мешком, что отслеживалось по доставке GFP из пыльцевых трубок в синергиды (рис. 2 и ). ). Синергидная клетка представляет собой точку первоначального межклеточного контакта мужского и женского гаметофита. При контакте пыльцевые трубки выпускают свои сперматозоиды в синергид (менее чем за минуту) (33, 34). В отличие от оплодотворения WT,> 50% мутантной пыльцы не выделяют сперматозоиды, несмотря на то, что они достигли зародышевого мешка.Эта частота абортов> 50% коррелировала с частотой, наблюдаемой при использовании анилинового синего (рис. 2 d ).

    Прогноз, который возникает из-за высокой частоты прерванного оплодотворения, состоит в том, что гетерозиготный мутант aca9 , подвергающийся самооплодотворению, должен иметь пониженный набор семян в результате мутантной пыльцы, блокирующей потенциал пыльцы WT для оплодотворения доступных семяпочек (35). В соответствии с этим ожиданием, гетерозиготные растения демонстрируют полудоминантный фенотип с 25% сокращением завязки семян (в Сан-Диего, 35.7 ± 2,9 семян на стручок, n = 290 стручков). Таким образом, несмотря на сниженный потенциал роста, пыльца aca9 по-прежнему эффективно конкурирует с пыльцой WT в росте и обнаружении семяпочек, по крайней мере, в половине пестика на конце рыльца.

    ACA9 специфически экспрессируется в пыльце. Для определения характера экспрессии, ожидаемого для белка ACA9, фрагмент ДНК, соответствующий 1171 п.н. выше стартового кодона ACA9 , был слит с репортерным геном β - глюкуронидазы ( GUS ) и трансформирован в растения Arabidopsis .Экспрессия GUS наблюдалась в основном в пыльце (рис. 3 a и b ). Экспрессия инициировалась между стадиями цветков с 12а по 14 [стадии, определенные Smyth et al . (36)]. Не было доказательств экспрессии GUS в пестике (включая семяпочки и передающий тракт) до опыления.

    Инжир.3.

    ACA9 предпочтительно экспрессируется в пыльце. Показано окрашивание X-Gluc, показывающее экспрессию слияния ACA9-промотора :: GUS в пыльниках цветков ( a ) и изолированной пыльце ( b ). Гистохимический анализ активности GUS проводили, как описано Jefferson et al . (48). Такая же картина окрашивания наблюдалась в поколении Т 2 шести независимых трансгенных линий.(c ) ПЦР-анализ в реальном времени экспрессии ACA9 в тканях WT Arabidopsis . Значения представляют собой нормированное среднее трех экспериментов ± стандартная ошибка среднего.

    Для подтверждения результатов GUS-репортера, образец экспрессии мРНК ACA9 оценивали с помощью ОТ-ПЦР в реальном времени с использованием праймеров, специфичных для ACA9 . мРНК ACA9 была обнаружена в основном в тычинках (рис. 3 c ), на уровне> 500 раз выше, чем у пестиков.Низкий уровень экспрессии, обнаруженный в пестиках, вероятно, связан с загрязнением пыльцы. Этот результат RT-PCR подтверждает анализ репортера GUS, указывающий, что ACA9 экспрессируется в мужском гаметофите, но не в женском гаметофите. Наконец, общедоступный анализ профиля экспрессии пыльцы на основе олигонуклеотидов (Affy GeneChip) (http://ssbdjc2.nottingham.ac.uk/narrays/experimentbrowse.pl) показал, что ACA9 был наиболее экспрессируемым из всех ACA. в зрелой пыльце, включая гены известных и ожидаемых насосов Ca 2+ плазматической мембраны, таких как ACA8 и ACA10 (e.g., экспрессия ACA9 в 20 раз превышала экспрессию ACA8 ) (34). Значительная экспрессия ACA9 наблюдалась, начиная со стадии трехклеточной пыльцы.

    Субклеточная локализация ACA9. Чтобы определить потенциал субклеточного нацеливания ACA9, ACA9-YFP экспрессировали в стабильных трансгенных растениях Arabidopsis под контролем промотора ACA9 . В качестве контроля репортер GFP экспрессировался параллельно под одним и тем же промотором.Пыльцу трансгенных растений проращивали на затвердевшей агаровой среде и исследовали с помощью конфокальной микроскопии (рис. 4). В соответствии с расположением плазматической мембраны слитый белок ACA9-YFP всегда наблюдался по периметру пыльцевой трубки. Такой же паттерн локализации наблюдали у нескольких трансгенных линий, включая те, которые демонстрируют яркие или едва выявляемые уровни экспрессии. Напротив, контроли GFP всегда демонстрировали сильную флуоресценцию, рассеянную по всему телу клетки. Поскольку слияние ACA9-YFP было способно дополнить мутант aca9 , мы пришли к выводу, что по крайней мере подмножество белка ACA9-YFP было локализовано в функционально подходящем месте, предположительно плазматической мембране.

    Рис. 4.

    Конфокальная флуоресцентная микроскопия, показывающая локализацию на плазматической мембране YFP-меченного ACA9, экспрессированного в пыльцевых пробирках. Растения трансформировали конструкциями, содержащими промотор ACA9, конструкция :: GFP (GFP) или промотор ACA9 :: ACA9 :: YFP (ACA9-YFP).

    Независимая линия доказательств в поддержку функции плазматической мембраны для ACA9 была получена путем демонстрации того, что изоформа ACA8 может также дополнять мутант aca9 . ACA8 представляет собой хорошо охарактеризованную Ca 2+ -АТФазу плазматической мембраны (23) в том же подсемействе ACA, что и ACA9. ACA8 был слит с GFP и экспрессировался под промотором ACA9 . У трансгенных растений второго поколения комплементация наблюдалась как 2-кратное (или более) увеличение набора семян во всех 10 независимых трансгенных линиях (средний набор семян на стручок = 25.8).

    ACA9 действует как насос Ca 2+ в дрожжевом штамме K616. Хотя ACA9 тесно связан с хорошо охарактеризованными насосами Ca 2+ (21, 22), мы подтвердили насосную функцию Ca 2+ для ACA9 путем комплементации штамма дрожжей K616, который содержит делецию собственного Ca 2 + насосы, PMR1 и PMC1 (Рис. 5 b ). Экспрессия ACA9ΔN (ACA9, сконструированная с N-концевым усечением) позволяла штамму K616 расти на среде, обедненной Ca 2+ .Клетки K616 обычно не могут расти на среде, обедненной Ca 2+ . Для комплементации требуется функциональная насосная активность Ca 2+ , чтобы секреторный путь убирал достаточно Ca 2+ из цитозоля для правильного функционирования. Однако, поскольку ACA9 представляет собой плазматический мембранный насос, его способность дополнять K616, по-видимому, является результатом либо ( i ) временной активности при его прохождении через секреторный путь дрожжей, либо ( ii ) неправильного накопления растительного насоса в дрожжах. эндоплазматический ретикулум, аналогичный тому, который наблюдается для тесно связанного с плазматической мембраной кальциевого насоса ACA8 (37).В любом случае комплементация обеспечивает генетическое доказательство того, что ACA9 может функционировать как высокоаффинный насос Ca 2+ .

    Рис. 5.

    N-конец At-ACA9 связывает кальмодулин, а усеченная на N-конце версия ACA9 дополняет дрожжевой мутант, лишенный насосов Ca 2+ .( a ) Анализ наложения, показывающий кальций-зависимое связывание кальмодулина с N-концевым фрагментом At-ACA9. Связывание CaM наблюдали с 1 мМ Ca 2+ , тогда как связывание отменялось в присутствии 5 мМ EGTA. Сам по себе GST не связывал CaM ни в присутствии, ни в отсутствие Ca 2+ (результаты не показаны). ( b ) Штамм дрожжей K616, лишенный эндогенного Ca 2+ насосов, трансформированных пустым вектором (pYES2), полноразмерным ACA9 или N-концевой усеченной версией ACA9 (ACA9ΔN), выращивали на среде с 10 мМ CaCl 2 или 10 мМ EGTA, а также с глюкозой (glu) или галактозой (gal).Экспрессия генов ACA9 регулировалась индуцируемым галактозой промотором GAL1 . K616, трансформированный пустым вектором (pYES2), использовали в качестве контроля.

    Важно отметить, что ACA9-комплементация дрожжевого K616 наблюдалась только при использовании дерегулируемого насоса, созданного удалением 93 остатков N-концевого домена, который несет предсказанный регулируемый кальмодулином аутоингибитор. Этот результат согласуется с данными о других АТФазах P 2B , которые также активируются только при удалении аутоингибитора (21, 22).Чтобы убедиться, что N-концевой регуляторный домен ACA9 содержит ожидаемый сайт связывания кальмодулина, область Met-40 - Ala-95 ACA9 была экспрессирована как слитый белок GST. В тесте наложения кальмодулина (рис. 5 a ), слитый белок связывал кальмодулин зависимым от Ca 2+ образом. Таким образом, исследования комплементации дрожжей и связывания кальмодулина подтверждают ожидание, что ACA9 является кальциевым насосом, активируемым кальмодулином, подобным другим АТФазам P 2B , полученным из растений.

    Обсуждение

    Доказательства, представленные здесь, показывают, что плохой набор семян в нокаут-мутанте aca9 является результатом частичной мужской стерильности (рис. 1). Эта частичная мужская стерильность, по-видимому, имеет по крайней мере две основные причины, включая сниженный потенциал роста мутантной пыльцы и высокую частоту прерванного оплодотворения в точке, где пыльцевые трубки достигают зародышевого мешка (рис. 2). Поскольку ACA9 функционирует как насос плазматической мембраны Ca 2+ (рис.4 и 5), предполагается, что причиной этих дефектов пыльцы являются изменения в передаче сигналов или питании Ca 2+ . Идентификация мутантов aca9 с нарушением пыльцевого насоса Ca 2+ должна предоставить полезный генетический инструмент для выяснения роли динамики Ca 2+ в росте и развитии пыльцевых трубок.

    Значительное внимание уделяется потенциальной роли Ca 2+ в пыльце. Например, колеблющийся градиент Ca 2+ с фокусировкой на кончике в растущих пыльцевых трубках был зарегистрирован с использованием флуоресцентных и люминесцентных индикаторов Ca 2+ (9–11, 13, 38, 39).Градиент Ca 2+ обычно наблюдается только в растущих пыльцевых трубках, и манипулирование внеклеточными и внутриклеточными концентрациями Ca 2+ с помощью хелаторов и фармакологических агентов коррелирует с ингибированием роста (40–42). Однако, несмотря на огромное количество доказательств, указывающих на связь между динамикой Ca 2+ и ростом пыльцевых трубок, наши результаты по ACA9 предоставляют генетические доказательства в поддержку модели, в которой сигналы Ca 2+ являются естественными регуляторами роста пыльцевых трубок и оплодотворение.

    В то время как современные модели роста кончиков пыльцы и оплодотворения уже включают каналы притока Ca 2+ на плазматической мембране, они не включают специфическую функцию для оттока насоса Ca 2+ плазматической мембраны. Представленные здесь данные показывают, что более полная модель должна включать насос Ca 2+ (например, ACA9) в качестве необходимого пути оттока через плазматическую мембрану. Таким образом, мы предлагаем две модели для рассмотрения функции ACA9 в плазматической мембране пыльцевой трубки.Во-первых, ACA9 может обеспечивать механизм регуляции цитозольного гомеостаза Ca 2+ , тем самым предотвращая накопление цитотоксических уровней Ca 2+ . Хотя мы не можем исключить эту модель «гомеостаза», мы считаем ее маловероятной, поскольку исследования профилей экспрессии предоставили доказательства того, что пыльца может экспрессировать другие переносчики оттока Ca 2+ (43), которые в отсутствие ACA9 должны быть способны регулировать Ca 2+ гомеостаз. Кроме того, дрожжи, по-видимому, регулируют цитозольные уровни Ca 2+ без какого-либо локализованного в плазматической мембране насоса Ca 2+ (30).Таким образом, нет прецедентов, чтобы ожидать, что насос плазматической мембраны Ca 2+ будет функционировать в качестве главного регулятора гомеостаза Ca 2+ .

    Следовательно, мы предпочитаем вторую модель, в которой ACA9 является частью осциллятора Ca 2+ , который функционирует в передаче сигналов Ca 2+ на плазматической мембране (44). В этой модели ACA9 обеспечивает регулируемый путь оттока, который рециркулирует Ca 2+ , который входит через канал плазматической мембраны, обратно в точку его происхождения, тем самым запуская систему для нового спайка Ca 2+ .Дефект в осцилляторе плазматической мембраны может нарушить множественные сигнальные пути, которые берут начало на плазматической мембране, включая сигналы, которые с обратной связью регулируют колебательное поведение локализованного на кончике градиента Ca 2+ во время роста кончика пыльцы. Таким образом, нарушение компонента оттока плазматической мембраны осциллятора Ca 2+ может легко привести как к более медленному росту кончика, так и к нарушению сигнальных взаимодействий с зародышевым мешком, как описано здесь для мутантов aca9 .

    Особенностью фенотипа aca9 является очевидная блокировка оплодотворения в точке физического взаимодействия между пыльцевой трубкой и зародышевым мешком / синергидом. В настоящее время наиболее хорошо охарактеризованные мутации, которые нарушают этот критический аспект оплодотворения, соответствуют функциям генов, экспрессируемых в женском гаметофите [например, сирена / ферония (34, 45)], а не в мужском гаметофите (например, как aca9 ). Мутанты сирена и ферония влияют на женские гаметофитные функции, которые каким-то образом предотвращают разрыв пыльцевых трубок при проникновении синергида (т.е.е., нет выделения сперматозоидов). Этот результат может быть связан с потерей сигнала, производимого женским гаметофитом, скорее всего, от самой синергидной клетки (33). Напротив, мутация aca9 приводит к дефициту в мужском гаметофите и потенциально представляет собой дефект в декодировании или действии на сигнал, исходящий от женского гаметофита. Хотя сирена / feronia и aca9 все показывают дефект в выделении спермы, пыльцевые трубки мутанта sirene / feronia продолжают расти в синергид, тогда как пыльцевые трубки aca9 соответствующим образом реагируют на пыльцевые трубки. сигнал, останавливающий дальнейший рост.Таким образом, aca9 и сирена / feronia демонстрируют явно разные фенотипы на клеточном уровне.

    В заключение, генетические данные идентифицируют ACA9 как переносчик Ca 2+ , который функционирует в мужском гаметофите для нормального роста пыльцевой трубки и взаимодействия между пыльцевой трубкой и зародышевым мешком. Это открытие представляет собой пример фенотипа потери функции для насоса Ca 2+ ACA-типа у растений. Таким образом, aca9 / ACA9 обеспечивает парадигму для изучения структуры и функции всех 10 членов этого семейства генов в Arabidopsis , а также регулируемых кальмодулином насосов Ca 2+ в нерастительных системах.Например, насос Ca 2+ плазматической мембраны участвует в жизнеспособности сперматозоидов млекопитающих (7, 46), животного аналога мужского гаметофита у растений. Таким образом, наши результаты предоставляют генетический инструмент для начала анализа роли кальмодулин-регулируемых насосов Ca 2+ у растений и животных.

    Благодарности

    Помощь с конфокальной микроскопией была предоставлена ​​Малкольмом Вудом. Особая благодарность Кэти Труонг, Читлали Вильялобос и Грете Гранштедт за техническую помощь.Эта работа была поддержана грантами организации Human Frontier Science Program (MGP и JFH), Рамочной программы 5 Европейского союза (MGP), Датского совета сельскохозяйственных и ветеринарных исследований (MGP) и Министерства энергетики (DE). -FG03-94ER20152) и Национальные институты здравоохранения (JFH).

    Сноски

    • ↵ ¶ Кому должна быть адресована корреспонденция.Эл. Почта: palmgren {at} biobase.dk.

    • ↵ † РС. и С.М.Р. внес равный вклад в эту работу.

    • Этот документ был отправлен непосредственно (Трек II) в офис PNAS.

    • Сокращения: PMCA, плазматическая мембрана Ca 2+ АТФаза; АСА, аутоингибированная Са 2+ АТФаза; Т-ДНК, часть плазмиды Ti (индуцирующей опухоль), которая переносится в клетки растений; YFP, белок желтой флуоресценции; GUS, β - глюкуронидаза.

    • Авторские права © 2004, Национальная академия наук

    Происхождение, роль и судьба органических кислот в почвах: обзор

    Открытый архив в сотрудничестве с SAAB

    Открытый архив

    Основные моменты

    Источники из почвенных органических кислот - растения, микробы и растительный мусор.

    На динамику и роль органических кислот влияют их типы и количества.

    В большинстве исследований органических кислот почвы недооценивается их количество.

    Сорбция и разложение вносят значительный вклад в общее содержание органических кислот в почве.

    Abstract

    Появляется все больше свидетельств того, что происхождение органических кислот (OAs) так же важно, как их роль и пути производства. Этот обзор сфокусирован на информации о проблемах, связанных с различными аспектами производства и выброса ОА в почву, с основной целью согласования различных взглядов для лучшего понимания этой темы.

    Значительный объем работ, посвященных пониманию происхождения, роли и динамики OA в почве, был подвергнут критическому анализу с точки зрения их различных позиций в этом обзоре. Органические кислоты в почве происходят из различных источников, включая корни растений, микроорганизмы и органическое разложение. Хотя синтез ОА в почвенной среде может отражать естественную реакцию биологических систем на биотические и абиотические стрессы, они также играют решающую роль в физико-химических процессах, таких как минерализация и солюбилизация труднодоступных и сложных минералов, а также вносят вклад в углеродный цикл и детоксикацию. металлов.Однако эти роли, вероятно, являются совокупным эффектом почвенных OA, взаимодействующих с другими факторами (типом почвы, pH почвы, микробами и другими метаболитами). Основная проблема в выяснении и разгадывании динамики OA в почве заключается в способности объяснить и понять, как OA высвобождаются в ризосфере вместе с другими важными метаболитами, которые, возможно, влияют на динамику.

    Сокращения

    LMWOA

    низкомолекулярная органическая кислота

    HMWOA

    высокомолекулярная органическая кислота

    Py-FIMS

    Пиролизная ионизационная масс-спектрометрия

    Ключевые слова

    Ризосфера

    0003 Mobilic

    Mobilic

    Солюбилизация

    Сорбция

    Минерализация

    Низкомолекулярная органическая кислота

    Рекомендуемые статьиЦитирующие статьи (0)

    Просмотреть аннотацию

    © 2016 SAAB.Опубликовано Elsevier B.V.

    Рекомендуемые статьи

    Цитирующие статьи

    Сперматозоиды являются пассивным грузом пыльцевой трубки при оплодотворении растений

  • 1

    Dresselhaus, T., Sprunck, S. & Wessel, G. M. Curr. Биол. 26 , R125 – R139 (2016).

    CAS Статья Google Scholar

  • 2

    МакКью, А. Д., Крести, М., Фейджо, Дж. А. и Слоткин, Р. К. J. Exp. Бот. 62 , 1621–1631 (2011).

    CAS Статья Google Scholar

  • 3

    Дюма К., Нокс Р. Б. и Гауд Т. Protoplasma 124 , 168–174 (1985).

    Артикул Google Scholar

  • 4

    Лю, Дж. и др. Curr. Биол. 23 , 993–998 (2013).

    CAS Статья Google Scholar

  • 5

    Hamamura, Y. et al. Curr. Биол. 21 , 497–502 (2011).

    CAS Статья Google Scholar

  • 6

    Kliwer, I. & Dresselhaus, T. Plant Signal. Behav. 5 , 885–889 (2010).

    Артикул Google Scholar

  • 7

    Zhou, X. & Meier, I. Proc. Natl Acad. Sci. США 111 , 11900–11905 (2014).

    CAS Статья Google Scholar

  • 8

    Lin, Q. et al. Растительная клетка 27 , 2894–2906 (2015).

    CAS Статья Google Scholar

  • 9

    Huang, Q., Dresselhaus, T., Gu, H. & Qu, L.-J. J. Integr. Plant Biol. 57 , 518–521 (2015).

    CAS Статья Google Scholar

  • 10

    Прейс, Д., Ри, С. Ю. и Дэвис, Р. В. Science 264 , 1458–1460 (1994).

    CAS Статья Google Scholar

  • 11

    Leydon, A. R. et al. Curr. Биол. 23 , 1209–1214 (2013).

    CAS Статья Google Scholar

  • 12

    Шенбергер Дж., Хаммес У. З. и Дрессельхаус Т. Плант Дж. 71 , 173–181 (2012).

    Артикул Google Scholar

  • 13

    Berger, F. & Twell, D. Annu. Rev. Plant Biol. 62 , 461–484 (2011).

    CAS Статья Google Scholar

  • 14

    Hou, Y. et al. Curr. Биол. 26 , 2343–2350 (2016).

    CAS Статья Google Scholar

  • 15

    Хигасияма, Т.& Yang, W. Plant Physiol. 173 , 112–121 (2017).

    CAS Статья Google Scholar

  • 16

    Boisson-Dernier, A. et al. Разработка 136 , 3279–3288 (2009).

    CAS Статья Google Scholar

  • 17

    Borg, M. et al. Растительная клетка 26 , 2098–2113 (2014).

    CAS Статья Google Scholar

  • 18

    Ивакава, Х., Синмё, А. и Секин, М. Плант Дж. 45 , 819–831 (2006).

    CAS Статья Google Scholar

  • 19

    Янг, К. Ю., Бискай-Баррена, Г., Коннер, К. и Уилсон, З. Растительная клетка 19 , 3530–3548 (2007).

    CAS Статья Google Scholar

  • 20

    Пичелли, С. et al. Нат. Методы 10 , 1096–1098 (2013).

    CAS Статья Google Scholar

  • 21

    Trapnell, C. et al. Нат. Protoc. 7 , 562–578 (2012).

    CAS Статья Google Scholar

  • Производительность фотосинтеза и фертильность подавляются в антисмысловой сои GmAOX2b

    • © 2010 Американское общество биологов растений

    Abstract

    Альтернативная оксидаза (AOX) - это цианид-резистентная оксидаза, которая обеспечивает альтернативный выход электронов из дыхательная электронная транспортная цепь встроена во внутреннюю мембрану митохондрий растений.Исследование растений сои ( Glycine max ), несущих антисмысловой ген GmAOX2b , показало, что АО играет центральную роль в репродуктивном развитии и плодовитости. В трех независимо трансформированных антисмысловых линиях набор семян был уменьшен на 16–43%, тогда как выкидыш семязачатка увеличился в 1,2–1,7 раза по сравнению с контрольными растениями с нетрансгенной трансформацией. Снижение плодовитости было связано со снижением цианисто-устойчивого цельного листа, чувствительного к салицилгидроксамовой кислоте дыхания и чистого фотосинтеза, но не было изменений общего дыхания в темноте.Частота возможных событий оплодотворения была снижена по крайней мере на одну треть у антисмысловых растений как вероятное следствие дефектов предпочтительности. Пестики антисмысловых растений содержали более высокую долю незрелых, неплодородных зародышевых мешочков по сравнению с нетрансгенными контрольными растениями. Увеличение частоты прерывания пыльцы in vivo и снижение скорости прорастания пыльцы in vitro предполагает, что антисмысловой ген нарушает развитие и функцию пыльцы. Взаимные скрещивания между антисмысловыми и нетрансгенными растениями показали, что пыльца, продуцируемая антисмысловыми растениями, менее активна в оплодотворении.Взятые вместе, представленные здесь результаты показывают, что экспрессия АО играет важную роль в определении нормального развития и функции гаметофитов.

    Электронная транспортная система, встроенная во внутреннюю митохондриальную мембрану растения, содержит две терминальные оксидазы, цитохромоксидазу и альтернативную оксидазу (АОХ). АОХ - устойчивый к цианидам фермент, который обеспечивает альтернативную точку выхода для электронов, попадающих в дыхательные пути. Электроны, которые выходят из пула убихинола через АО, обходят переносящие протоны дыхательные комплексы III и IV, внося меньший вклад в формирование электрохимического протонного градиента через внутреннюю митохондриальную мембрану, чем электроны, проходящие по пути цитохрома.Следовательно, производство АТФ по сравнению с потреблением кислорода ниже для альтернативного пути, чем для цитохромного пути (Finnegan et al., 2004).

    Основная роль АОХ в растениях, по-видимому, заключается в предотвращении окислительного стресса путем поддержания низкого уровня восстановления пула убихинона дыхательной цепи (Maxwell et al., 1999), а экспрессия гена АОХ сильно индуцируется большинство стрессовых условий (Clifton et al., 2005). Переменное вовлечение AOX также может способствовать поддержанию постоянного энергетического заряда клеток, позволяя растениям поддерживать стабильные темпы роста в меняющихся условиях окружающей среды (Hansen et al., 2002; Мур и др., 2002). АОХ, вероятно, обеспечивает продолжение цикла трикарбоновой кислоты (ТСА), когда активность цитохромного пути ограничена высоким зарядом клеточной энергии или низкой доступностью АДФ (Lambers, 1985; Wagner and Krab, 1995). Таким образом, АО может помочь органам растений приспособиться к запрограммированным в процессе развития изменениям потребности в энергии и биосинтетическим потребностям (Lennon et al., 1995; McCabe et al., 1998; Millar et al., 1998). АОХ может помочь оптимизировать фотосинтез за счет рассеивания избыточного восстановителя, образующегося в хлоропластах, защищая фотосинтетический аппарат от фотоингибирования (Yoshida et al., 2006).

    Выработка тепла, опосредованная AOX, имеет решающее значение для биологии опыления термогенных видов. Термогенез был предложен для облегчения испарения ароматических соединений для привлечения опылителей (Meeuse and Raskin, 1988) и / или для обеспечения оптимальной температуры для развития цветков (Seymour and Schultze-Motel, 1998). Недавно было предложено термогенез для предотвращения низкотемпературного повреждения развивающейся пыльцы (Onda et al., 2008) и для оптимизации прорастания пыльцы и роста пыльцевых трубок у скунсовой капусты ( Symplocarpus renifolius ), обеспечивая успешное оплодотворение ранней весной (Seymour et al. al., 2009).

    Роль АО в воспроизводстве нетермогенных растений неясна. Тканевая и стадийная продукция AOX в пыльниках Phaseolus vulgaris предполагает, что AOX важен для воспроизводства растений, особенно во время микроспорогенеза и микрогаметогенеза (Johns et al., 1993). Сильная продукция AOX в тапетуме и развивающиеся микроспоры фертильной линии петунии ( Petunia hybrida ), но не в цитоплазматической линии с мужской стерильностью (Conley and Hanson, 1994), и увеличение аборта пыльцы в AOX-антисмысловом (AS) табаке. ( Nicotiana tabacum ; Kitashiba et al., 1999) предполагают участие АО в развитии пыльцы. Разделение AOX потока углерода через цикл TCA от контроля аденилата (Palmer, 1976; Day et al., 1995) может быть важным для поддержания биосинтеза в тапетуме и спорогенных тканях во время образования пыльцы (Conley and Hanson, 1995). Недавно транскрипты AtAOX1a и AtAOX1b были обнаружены в пыльце Arabidopsis ( Arabidopsis thaliana ) после прорастания и удлинения трубки (Wang et al., 2008), предполагая, что АО может играть роль в росте пыльцевых трубок.

    Женский гаметофит, или зародышевый мешок, имеет решающее значение для большинства фаз полового размножения растений, от управления пыльцевыми трубками до инициации развития зародыша и семян (Yadegari and Drews, 2004). Экспрессия репортерного гена GUS, управляемого промотором GmAOX1 во всем плодолистике и промотором GmAOX2b в стигме Arabidopsis, предполагает, что AOX также может играть роль в развитии или функции женских репродуктивных тканей (Thirkettle -Watts et al., 2003). Недавнее сравнение профилей транскриптов пестиков дикого типа и мутантных пестиков, лишенных зародышевого мешка, показало, что AtAOX1a был геном, экспрессируемым в зародышевом мешке (Johnston et al., 2007), что дало дополнительные косвенные доказательства того, что АО может быть вовлечено в эмбриональный мешок. развитие и / или функция мешка.

    У растений AOX кодируется небольшим семейством генов, члены которого могут быть разделены на две группы, AOX1 и AOX2, на основе идентичности аминокислотной последовательности (Considine et al., 2002).Некоторые виды подверглись пролиферации генов типа AOX1, а другие - нет. Арабидопсис, например, имеет четыре гена типа AOX1 и один ген типа AOX2, тогда как соя ( Glycine max ) имеет только один ген типа AOX1 и два гена типа AOX2, GmAOX2a и GmAOX2b (Whelan et al. al., 1996; Finnegan et al., 1997; Considine et al., 2002). До сих пор не наблюдалось биохимических различий для изоформ, кодируемых двумя типами генов. Однако обычно это ген типа AOX1, который индуцируется стрессом в тех растениях, где была идентифицирована индуцированная изоформа AOX.В сое экспрессия белков GmAOX2a и GmAOX2b по-разному регулируется в зависимости от развития и ткани. GmAOX2a обнаруживается преимущественно в зеленых семядолях и листьях, тогда как GmAOX2b встречается в корнях, семядолях и листьях (Finnegan et al., 1997; McCabe et al., 1998; Djajanegara et al., 2002). Чтобы дать нам лучшую возможность получить представление о роли АОХ в отношении всего растения, мы подавили экспрессию GmAOX2b, наиболее широко распространенной и распространенной формы АО в сое.Было обнаружено, что АО является важным детерминантом плодовитости растений как на уровне мужских, так и женских гаметофитов.

    РЕЗУЛЬТАТЫ

    Экспрессия белка AOX листа была репрессирована в

    GmAOX2b AS Soybean

    Три независимых трансгенных объекта сои были восстановлены после введения полноразмерной кДНК GmAOX2b в ориентации AS под контролем промотора 35S. Линии, полученные от первичных трансформантов, были названы 3B10, 6C2 и 6C5.Для восстановления гомозиготных особей каждый первичный трансформант размножали путем самоопыления. Для линии 3B10 гомозиготный индивид был идентифицирован в поколении Т3 с помощью ПЦР (данные не показаны). Для линий 6C2 и 6C5 стойкая неменделевская сегрегация трансгена произошла в поколении T6 (данные не показаны), и гомозиготные растения AS не были восстановлены. Растения, используемые в качестве контроля в следующих экспериментах, представляли собой нетрансгенные сегреганты, выделенные из каждой трансформированной линии. Отсутствие трансгена AS подтверждено ПЦР.Растения AS были несколько короче и имели меньшую площадь зеленых листьев по сравнению с нетрансгенными контролями, но количество цветков и время цветения не изменились. Подробный анализ роста растений будет представлен в другом месте (Т.-Т. Чай, Т.Д. Колмер и П.М. Финнеган, неопубликованные данные).

    Влияние трансгена на содержание белка АОХ в зеленых листьях определяли для линий, трансформированных AS. В каждом из 66 исследованных растений AS поколения Т3 иммунореактивные белки были обнаружены при 34 и 36 кДа (рис.1), что соответствует белкам сои GmAOX2a и GmAOX2b соответственно (Finnegan et al., 1997). Продукт стресс-индуцируемого гена GmAOX1 (Tanudji et al., 1999) у этих растений не обнаружен. Ни у одного растения не было обнаружено полного отсутствия белка GmAOX2b или GmAOX2a в листьях. Порин, белок внешней митохондриальной мембраны, также был обнаружен и использован в качестве контроля нагрузки для общего митохондриального белка (Ribas-Carbo et al., 2005). Показаны репрезентативные иммуноблоты для четырех растений AS и четырех контрольных растений (рис.1).

    Рисунок 1.

    Обнаружение иммуноблотом белков GmAOX и порина в неочищенных препаратах мембран из самых молодых полностью разросшихся листьев нетрансгенных (N) и GmAOX2b AS (AS) братьев и сестер линии 6C5. Иммунодетекция и денситометрия выполнялись, как описано в разделе «Материалы и методы». Неочищенные мембранные препараты подвергали иммуноблоттингу в двух экземплярах и зондировали либо анти-AOX, либо анти-пориновым антителом. Слева показаны размеры обнаруженных белков. Цифры под панелями представляют собой отношения сигналов общего GmAOX2 (GmAOX2b + GmAOX2a) к порину, рассчитанные из интенсивностей соответствующих полос.

    Отношения сигналов GmAOX2b к порину использовали для сравнения относительной численности GmAOX2b между нетрансгенными и AS растениями (рис. 2A). В пределах каждой линии индивидуальное нетрансгенное контрольное растение, дающее наибольший сигнал от белка GmAOX2b 36 кДа, оценивалось как 100%. Сигнал GmAOX2b от всех других растений в линии сравнивался с этим эталоном. Используя этот подход, содержание белка GmAOX2b относительно порина в листьях нетрансгенной сои варьировалось более чем на 1.5-ти кратный диапазон. Среднее значение для трех наборов контрольных растений составляло от 77% до 91% от контрольного значения для соответствующей линии (рис. 2А). У растений AS среднее содержание GmAOX2b составляло от 53% до 70% от контрольного значения для линии. Средние значения для контрольных растений и растений AS существенно не различались на основании теста Mann-Whitney U . Однако разброс среди растений AS был намного больше, чем в контроле. В каждой линии подмножество растений AS имело обилие GmAOX2b, которое находилось в пределах диапазона контрольных растений, что указывает на отсутствие подавления AS у этих особей.Напротив, содержание GmAOX2b в некоторых растениях AS было почти на 65% ниже, чем среднее значение для соответствующих нетрансгенных контролей. В линиях 3B10 и 6C5 примерно у половины растений AS было меньше GmAOX2b, чем у всех контрольных растений (рис. 2A), в то время как в линии 6C2 снижение GmAOX2b было более сильным, при этом 60% растений AS имели меньше этого белка. чем все контрольные растения. Эти результаты, взятые в свете известной вариабельности подавления экспрессии генов АС (Penarrubia et al., 1992; Zhang et al., 1997), предполагают, что ген GmAOX2b AS подавлял экспрессию GmAOX2b очень вариабельным образом.

    Рисунок 2.

    Относительное содержание GmAOX2b (A), GmAOX2a (B) и GmAOX2b + GmAOX2a (C) в сои GmAOX2b AS. Относительные количества белка AOX2 и порина в самых молодых полностью распустившихся листьях нетрансгенных (N) и GmAOX2b AS (AS) растений определяли, как описано в разделе «Материалы и методы». На графиках прямоугольных усов прямоугольники представляют растения между 25-м и 75-м процентилями, причем усы простираются до крайних значений данных, но исключают выбросы (кружки).Выбросы определяются в статистическом программном пакете R как точки данных, лежащие на расстоянии более чем в 1,5 раза превышающем межквартильный размах ниже 25-го или выше 75-го процентиля. Межквартильный размах - это разница между 25-м и 75-м процентилями. Сплошные и пунктирные линии в каждом прямоугольнике обозначают медианное и среднее значения соответственно. Количество проанализированных растений указано в скобках.

    Обилие GmAOX2a среди нетрансгенных контрольных растений колебалось от 67% до 79% эталонного, в то время как среднее значение для растений AS колебалось от 62% до 73% эталонного (рис.2Б). Хотя разница в среднем содержании белка GmAOX2a между контрольными растениями и растениями AS не была значительной, 25% растений AS из линий 3B10 и 6C5 и 50% растений AS из линии 6C2 имели меньше белка GmAOX2a, чем все контрольные растения. Этот результат предполагает, что ко-супрессия гена GmAOX2a геном GmAOX2b AS происходит по крайней мере в некоторых отдельных растениях. В целом, общее содержание белка GmAOX2 относительно порина в листьях нетрансгенной сои варьировало в 2 раза, со средним значением от 78% до 80% от эталонного (рис.2С). У растений AS среднее содержание общего GmAOX2 составляло от 59% до 70% от эталонного уровня. Линия 6C2 имела наибольшую долю отдельных растений, показывающих подавление общего белка GmAOX2, поскольку 60% растений AS имели меньше GmAOX2, чем все контрольные растения. Однако наиболее сильно подавленные растения принадлежали к линии 3B10 (рис. 2C).

    Определено влияние репрессии АОХ на дыхание. Неожиданно, несмотря на то, что АО является митохондриальным респираторным белком, не было обнаружено значительных различий в скорости дыхания темноты листьев между AS и нетрансгенными контрольными растениями всех трех линий, использующих газообмен (данные не показаны).Общее дыхание листьев также было сходным у контрольных растений и растений AS из гомозиготной линии 3B10 при измерении с использованием кислородного электрода (фиг. 3A). Когда KCN был добавлен в анализ с кислородным электродом, наблюдалось стимулирование поглощения кислорода в тканях контрольного листа, но не в тканях листа AS (фиг. 3B). Когда частота дыхания, чувствительная к KCN-резистентной салицилгидроксамовой кислоте (SHAM), выражалась как процент от общей скорости дыхания, активность альтернативного пути была значительно ниже при AS, чем в тканях контрольных листьев (рис.3С).

    Рис. 3.

    Скорость потребления кислорода тканями листа нетрансгенных (N) и GmAOX2b AS (AS) растений линии 3B10. A, общая частота дыхания. B, устойчивость к KCN, чувствительность к SHAM. C, устойчивый к KCN, чувствительный к SHAM частота дыхания, выраженная в процентах от общего дыхания. Общую скорость дыхания определяли путем вычитания скоростей остаточного поглощения кислорода (измеренных в присутствии 2,5 мм KCN и 10 мм SHAM) из исходных скоростей поглощения кислорода (измеренных в отсутствие ингибиторов).Частота дыхания, устойчивого к KCN и чувствительна к SHAM, определялась путем вычитания скорости поглощения остаточного кислорода из скоростей поглощения кислорода, измеренных в присутствии 2,5 мм KCN. Все измерения проводились с использованием полосок листьев, отрезанных от самых молодых полностью распустившихся листьев растений N и AS, как описано в разделе «Материалы и методы». Графики коробчатого уса были такими, как описано в легенде к Фигуре 2, а количество проанализированных растений указано в скобках. Звездочка указывает на группу AS, среднее значение которой значительно отличалось от нетрансгенной группы, как определено с помощью теста Mann-Whitney U .DW, Сухой вес.

    Урожайность растений подавлялась в

    GmAOX2b AS Soybean

    Физиологическое воздействие репрессии AOX в сое оценивали с использованием газообмена для определения чистого фотосинтеза. Скорость чистого фотосинтеза была снижена до 32% в листьях, прикрепленных к основному стеблю, и до 43% в листьях, прикрепленных к ветвям растений AS из линий 3B10 и 6C2 (рис. 4). В строке 6C5 чистая скорость фотосинтеза подавлялась только в ветвях листьев. При проведении этих измерений было отмечено, что устьичная проводимость (g s ) имела сильную положительную корреляцию ( r 2 = 0.81, P <0,05) с чистым коэффициентом фотосинтеза по трем линиям. Однако, что более важно, внутренняя концентрация CO 2 (Ci) не различалась между AS и нетрансгенными контрольными растениями в трех линиях, но была постоянной 293 ± 2 мк моль моль -1 (данные не показаны). Постоянное значение Ci указывает на то, что наблюдаемые вариации g s не влияют на скорость доставки субстрата для фотосинтеза. Подавление фотосинтетической активности также сопровождалось соответствующим снижением концентрации фотосинтетических пигментов (данные не показаны).

    Рисунок 4.

    Чистая скорость ассимиляции CO 2 в сое GmAOX2b AS. Чистые скорости поглощения CO 2 самыми молодыми полностью разросшимися листьями на главном стебле (черные полосы) и на ветвях (белые полосы) нетрансгенных (N) и GmAOX2b AS (AS) растений определяли, как описано в « Материалы и методы." Все растения в линии оценивали в один и тот же день, а каждую линию оценивали в другой день. Данные представляют собой средние значения ± стандартная ошибка ( n = 10 растений).Звездочки указывают средние значения, которые значительно отличались ( P <0,05) в соответствии с тестом Стьюдента t от соответствующего значения, определенного для нетрансгенных контрольных растений.

    Урожайность семян определяли для АС и контрольных растений в поколении Т5. Нетрансгенные контрольные растения имели одинаковые урожаи семян во всех трех линиях. Среднее количество семян, продуцируемых растениями AS всех трех линий, было снижено по сравнению с нетрансгенными контрольными растениями (рис.5). Гомозиготные растения AS из линии 3B10 были наиболее сильно поражены, имея в среднем 43% снижение урожайности семян по сравнению с контролем, при этом все растения давали меньше семян, чем любое из контрольных растений. Гетерозиготные растения AS линий 6C2 и 6C5 имели меньшую депрессию урожая семян. Линия 6C2 пострадала меньше всего: только 25% растений дали меньше семян, чем любое из контрольных растений. У линии 6C2 был больший разброс в урожайности семян по сравнению с линией 6C5, что коррелировало с большим изменением относительного количества белка АОХ в листьях линии 6C2 (рис.2).

    Рисунок 5.

    Производство семян сои GmAOX2b AS. Подсчитывали семена, полученные от нетрансгенных (N) и GmAOX2b AS (AS) растений из трех трансгенных линий, выращенных, как описано в разделе «Материалы и методы». Цифры в скобках указывают количество растений. Графики прямоугольных усов были такими, как описано в легенде к фиг. 2. Звездочками обозначены группы AS, в которых средние значения значительно отличались от нетрансгенных групп, как определено с помощью теста Mann-Whitney U .

    Подсчитывали неразвитые семяпочки, продуцируемые теми же растениями, которые использовались в анализе урожайности семян, чтобы определить, является ли уменьшение набора семян у растений GmAOX2b AS результатом увеличения частоты прерывания беременности семяпочки. Для каждой трансгенной линии было исследовано более 1800 стручков, и не было предпринято никаких попыток определить статус оплодотворения абортированных семяпочек. В трех линиях доля абортированных семяпочек увеличивалась в 1,2-1,7 раза у растений AS по сравнению с нетрансгенными контролями (рис.6). Хотя большая вариабельность снова наблюдалась среди растений 6C2 AS, доля абортов семяпочек в линиях 6C2 и 6C5 в целом была сходной и промежуточной между таковой для линии 3B10 и нетрансгенных контролей.

    Рис. 6.

    Аборты семяпочек у сои GmAOX2b AS. Нетрансгенные (N) и GmAOX2b AS (AS) растения сои были такими же, как те, что описаны в легенде к фиг. 5. Графики коробчатого уса были такими, как описано в легенде к фиг. 2. Звездочками обозначены группы AS, где среднее значение значения значительно отличались от нетрансгенных групп, как определено с помощью теста Mann-Whitney U .

    Плодородие растений было нарушено в

    GmAOX2b AS Soybean

    Растения из трех линий AS были самоопылены вручную, чтобы определить, связано ли уменьшение посевного материала у растений AS с сокращением числа случаев оплодотворения или нарушением условий постоплодотворение. После прорастания пыльцевые трубочки внутри пестика визуализировали путем окрашивания на каллозу, основной углеводный компонент стенок пыльцевых трубок (Li et al., 1999). Возможные события оплодотворения оценивались, когда наблюдалась пыльцевая трубка, которая проникла в семяпочку и вступила в контакт с зародышевым мешком (рис.7А).

    Рисунок 7.

    Возможное оплодотворение сои GmAOX2b AS. A. Возможные события оплодотворения, когда пыльцевая трубка (PT) проникла в семяпочку (O) через микропиле (M) и вступила в контакт с зародышевым мешком (ES), визуализировали путем окрашивания обесцвеченным анилиновым синим. B - Частота возможных событий оплодотворения, выраженная как доля исследованных семяпочек, через которые была проведена пыльцевая трубка, как в A. Произвольно выбранные цветы из пяти нетрансгенных (N) и пяти GmAOX2b растений AS (AS) из каждой линии опыляли вручную. с собственной пыльцой и проанализировали, как описано в разделе «Материалы и методы.Цифры в скобках указывают количество исследованных семяпочек / количество исследованных яичников. Звездочки указывают группы AS, средние значения которых значительно отличались от нетрансгенных групп, как определено с помощью теста Mann-Whitney U .

    Частота возможных событий оплодотворения в цветках растений AS поколения Т6 от всех трех линий была снижена по крайней мере на одну треть по сравнению с нетрансгенными контролями (фиг. 7B). Всего при визуальном осмотре 414 семяпочек из 143 пестиков, опыленных вручную, было обнаружено 165 семяпочек, через которые прошла пыльцевая трубка.В каждую проникающую семяпочку входила только одна пыльцевая трубка, и взаимодействие пыльца-семяпочка выглядело нормальным. Семяпочки, в которые вводили трубку, располагались внутри пестика случайным образом, что указывает на то, что снижение частоты оплодотворения у растений AS не было связано с ограниченным удлинением пыльцевой трубки in vivo. Подтверждение того, что перекрестное опыление не происходило в процессе ручного опыления, и что цветы были отобраны до распада пыльников, было получено при исследовании пестиков 30 неопыленных, но неопыленных цветков (по 10 от каждой линии).У всех отсутствовали пыльцевые зерна на рыльце и рост пыльцевой трубки в яичнике.

    При исследовании пестиков цветков, опыленных вручную, были обнаружены два типа семяпочек: содержащие удлиненные зародышевые мешочки зрелого размера (рис. 8A) и содержащие более короткие зародышевые мешочки незрелого размера (рис. 8B). . Семяпочки, содержащие зародышевые мешочки незрелого размера, были на 10-20% меньше, чем семяпочки с зародышевыми мешочками зрелого размера, и располагались в пестиках случайным образом. Маловероятно, что маленькие семяпочки обеспечат продуктивное оплодотворение, так как ни одна из 138 наблюдаемых маленьких семяпочек не прошла через пыльцевую трубку, хотя пыльцевые трубки часто лежали рядом с семяпочкой.Цветки растений AS из линий 3B10 и 6C5 содержали на 30-40% меньше созревших семяпочек, чем нетрансгенные контроли (фиг. 8C). Не было различий в количестве яйцеклеток зрелого размера в линии 6C2, что может до некоторой степени объяснить различия, наблюдаемые в фенотипах между этой линией и другой гетерозиготной линией 6C5. Вряд ли незрелые семяпочки произошли от недозревших цветков. Присутствие по крайней мере некоторых семяпочек, которые привлекли пыльцевые трубки, указывало на то, что цветки созрели и восприимчивы к проникновению пыльцевых трубок (рис.7Б). Кроме того, семяпочки нормального цветка сои достигают зрелости одновременно (Kennell and Horner, 1985).

    Рисунок 8.

    Наличие семяпочек, содержащих зародышевые мешки зрелого размера в сои GmAOX2b AS. A и B, микрофотографии зародышевых мешочков зрелого (A) и незрелого (B) размера в семязачатках сои. Зрелые плодородные зародышевые мешочки были удлиненными и контактировали с внутренним отверстием микропиле. Bars = 100 мкм м. C. Процент семяпочек от опыленных вручную нетрансгенных (N) цветков и цветков GmAOX2b AS (AS), которые содержали зародышевые мешки зрелого размера.Количество исследованных яичников и семяпочек показано на рисунке 7B.

    Способность пыльцы AS прорастать in vitro была протестирована, чтобы определить, вносит ли дефект в мужском гаметофите также вклад в уменьшенное завязывание семян сои GmAOX2b AS. Образец пыльцы, проверенный на прорастание in vitro, впоследствии был окрашен красителем Александра (Alexander, 1969) для определения вероятного статуса жизнеспособности зерен, которые не прорастали. Скорость прорастания пыльцы для нетрансгенных контролей была одинаковой по всем трем линиям, как и доля непроросших пыльцевых зерен, которые были заполнены или прерваны (рис.9). Доля пыльцевых зерен от растений AS поколения Т6 трех линий, прорастающих in vitro, была снижена на 43–50% по сравнению с нетрансгенными контролями. Снижение скорости прорастания пыльцы сопровождалось увеличением доли непроросших пыльцевых зерен, которые были заполнены или прерваны. Частота абортов пыльцы у растений AS трех линий была в 1,6-2,1 раза выше, чем у соответствующих нетрансгенных контрольных растений. Опять же, степень выраженности фенотипа AS была самой низкой в ​​линии 6C2, которая имела самый низкий процент прерванной пыльцы и самый высокий процент заполненной, непророщенной пыльцы линий AS.

    Рис. 9.

    Жизнеспособность пыльцы сои GmAOX2b AS. Доли пыльцевых зерен, которые проросли (черные столбцы), которые были заполнены, но не прорастали (белые столбцы) или которые были прерваны (серые столбцы), были определены для нетрансгенных (N) и GmAOX2b AS (AS) растений в три линии GmAOX2b AS. По меньшей мере 2500 пыльцевых зерен, отобранных из 10 случайно выбранных полностью раскрытых цветков на одно растение, культивировали in vitro и окрашивали, как описано в разделе «Материалы и методы».Данные представляют собой средние значения ± стандартная ошибка ( n = 5 растений). Звездочки указывают на группы AS, которые значительно отличались ( P <0,05) от соответствующей нетрансгенной группы, как определено с помощью теста Стьюдента t .

    Взаимодействия между GmAOX2b AS и контрольными гаметами тестировали in vivo при реципрокных скрещиваниях с использованием цветков растений поколения Т6. Для простоты интерпретации использовали только гомозиготную линию AS 3B10, поскольку каждая произведенная гамета будет нести аллель GmAOX2b AS.После ручного опыления пыльцевые трубки, которые проникают в семяпочки цветка, визуализировали окрашиванием анилиновым синим, чтобы определить частоту возможных событий оплодотворения. Данные были выражены в виде доли зрелых семяпочек, в которые проникли по двум причинам: нетрансгенные и AS растения линии 3B10 различались по количеству образовавшихся зрелых семяпочек (рис. 8), и, вероятно, оплодотворялись только зрелые семяпочки. Нетрансгенная пыльца одинаково успешно проникала в зрелые семяпочки как из AS, так и из нетрансгенных растений, при этом в каждом случае проникало около 70% зрелых семяпочек (Таблица I).Напротив, пыльца AS была способна проникать менее чем в 50% исследованных зрелых семяпочек, независимо от того, была ли восприимчивая самка из AS или нетрансгенного растения. Зрелые семяпочки AS были так же восприимчивы к пыльце, как и их нетрансгенные аналоги. Эффективность процедуры ручного опыления при создании этих скрещиваний была подтверждена отсутствием пыльцы и пыльцевых трубок от 20 выхолощенных цветов, которые не были опылены.

    Таблица I. Взаимодействия пыльца-семяпочка при реципрокном скрещивании нетрансгенных растений и растений GmAOX2b AS

    Ручное опыление проводили на линии 3B10 AS и контрольных растениях, как описано в разделе «Материалы и методы.Для каждого скрещивания цветы были случайным образом выбраны из пяти нетрансгенных растений и пяти растений AS.

    ОБСУЖДЕНИЕ

    Фенотипы дефектной пыльцы и семяпочек у сои GmAOX2b AS продемонстрировали, что экспрессия АО важна для развития и функционирования гаметофитов. Снижение частоты случаев оплодотворения у растений AS показало, что потенциальный набор семян был нарушен еще до стадии оплодотворения. Примечательно, что развитие и функция как мужских, так и женских гаметофитов были нарушены у растений AS.Следовательно, снижение эффективности удобрения и, как следствие, снижение плодовитости сои GmAOX2b AS можно отнести к дефектам предпочтения.

    Нарушение функции митохондрий у растений часто приводит к проблемам с мужской фертильностью, о чем свидетельствуют многочисленные примеры, когда мутации митохондриального генома вызывают цитоплазматическую мужскую стерильность и связанные с этим аномалии мужских органов и пыльцы (Linke and Borner, 2005). Однако наши наблюдения дефектов мужских и женских гаметофитов у сои GmAOX2b AS согласуются с появляющимися доказательствами того, что нарушения митохондриальной функции могут нарушать формирование и развитие женских, а также мужских гаметофитов.У Arabidopsis нарушение гена SDh2-1 , который кодирует субъединицу митохондриальной сукцинатдегидрогеназы (респираторный комплекс II), вызвало аберрантный митоз в микроспорах, но также остановило слияние полярных ядер во время развития зародышевого мешка (Leon et al. , 2007). Мутация гена Arabidopsis RPL21M , который кодирует белок L21 митохондриальной 50S-рибосомы, не только увеличивала аборт пыльцы, но также препятствовала нормальному слиянию ядер во время развития зародышевого мешка и во время двойного оплодотворения (Portereiko et al., 2006).

    Увеличение развития дефектных мужских гаметофитов у сои AOX AS наблюдалось как увеличение количества абортов пыльцы. Об увеличении доли абортированной пыльцы также сообщалось для мутанта табака AOX AS (Kitashiba et al., 1999). В табаке прерванные зерна пыльцы выглядели сморщенными и сморщенными, и в них отсутствовали зерна крахмала. У сои GmAOX2b AS абортированная пыльца в значительной степени лишена цитоплазмы. Также была более высокая доля необработанной и явно полностью заполненной пыльцы, которая была функционально скомпрометирована, поскольку было явное снижение доли этого класса пыльцы, прорастающей in vitro, а также снижение способности этой пыльцы оплодотворять. in vivo.Репрессия AOX у риса ( Oryza sativa ; K. Toriyama, личное сообщение) и Arabidopsis (Umbach et al., 2005) не вызывала фенотипов фертильности. Хотя AOX может иметь различную роль у этих видов, важно отметить, что все предыдущие исследования были направлены на подавление изоформы типа AOX1. Следовательно, возможно, что в развитии гаметофитов риса и арабидопсиса участвует другой гомолог АОХ, чем тот, который был протестирован. У Arabidopsis это может быть гомолог AOX2-типа, тогда как у риса это обязательно будет другой гомолог AOX1-типа, поскольку рис, по-видимому, не обладает гомологом AOX2-типа.

    Нарушенный фенотип пыльцы сои GmAOX2b AS согласуется с предполагаемой ролью АО в микроспорогенезе и микрогаметогенезе (Johns et al., 1993). Мутант Arabidopsis sdh2-1 продуцировал пыльцу с дефектом в плане развития и функции, которая была неспособна передавать мутированный аллель следующему поколению (Leon et al., 2007). Неменделирующее наследование может быть обычным фенотипом респираторных мутаций, которые влияют на продукцию как мужских, так и женских гамет, как это также наблюдалось в линиях 6C2 и 6C5.Аллель AS в линии 3B10 не следует этому неменделевскому типу наследования, но может быть восстановлен в гомозиготном состоянии. Возможно, эффект трансгена, вызванный одним локусом AS в пределах линии 3B10, был недостаточно серьезным, чтобы запустить каскад событий, которые приводят к дефектной пыльце.

    Было высказано предположение, что дефект продукции пыльцы, наблюдаемый у инсерционного мутанта Atsdh2-1 , связан с компромиссом в производстве энергии и нарушением подачи углеродного скелета для биосинтеза в развивающихся гаметофитах (Leon et al., 2007). То же самое объяснение не может полностью объяснить дефекты, которые мы наблюдали в сое GmAOX2b AS. Кажется маловероятным, что подавление AOX приведет к снижению энергетического заряда клетки, поскольку AOX не участвует в энергосбережении. Вместо этого снижение активности АО, вероятно, позволит увеличить энергетический заряд клетки, увеличивая вероятность образования вредных активных форм кислорода (АФК). Увеличение продукции ROS может иметь пагубное влияние на образование пыльцы и может лежать в основе фенотипа сои AOX AS.Увеличение заряда клеточной энергии из-за снижения активности АО может привести к ограничению цикла ТСА, ситуации, которую, как полагают, может улучшить АОХ (Palmer, 1976). Результирующее снижение поступления углеродных скелетов для биосинтеза потенциально может происходить как в сое AOX AS, так и в sdh2-1 Arabidopsis , и может быть особенно важным в тканях с высокой скоростью биосинтеза, таких как тапетум и спорогенные ткани (Conley and Hanson , 1995). Возможность того, что эти мутации AOX AS и sdh2-1 проявляют свои фенотипы через общий механизм изменения активности цикла TCA, заслуживает дальнейшего внимания.

    Об участии АО в развитии женских гаметофитов свидетельствует повышенная частота зародышевых мешков незрелого размера у растений GmAOX2b AS линий 3B10 и 6C5. Повышенное количество явно неоплодотворенных зародышевых мешков предполагало, что количество потенциальных событий оплодотворения уже было задано на более низком уровне у растений GmAOX2b AS, независимо от уровня жизнеспособности пыльцы. Присутствие зародышевых мешочков незрелого размера внутри более мелких семяпочек может быть другим частым результатом событий, нарушающих функцию митохондрий.Фенотип был подобен раннему нарушению роста семяпочек, наблюдаемому у Arabidopsis с мутацией в гене HUELLENLOS , который кодирует белок L14 митохондриальной рибосомы (Skinner et al., 2001). Мутант Atsdh2-1 Arabidopsis со сниженным митохондриальным респираторным комплексом II также является дефектным в развитии эмбрионального мешка (Leon et al., 2007).

    Как и в образовании пыльцы, АО может играть роль в определении фертильности женских гаметофитов, в частности в развитии зародышевого мешка, позволяя круговороту ТСА во время высокого клеточного энергетического статуса и / или ограничивая образование АФК (Finnegan et al., 2004). АОХ может также защищать развивающийся зародышевый мешок от несоответствующего запуска запрограммированной гибели клеток (PCD). Клетки AS табака, лишенные AOX, были более восприимчивы к соединениям, вызывающим гибель клеток, таким как перекись водорода и Cys, чем клетки дикого типа (Robson and Vanlerberghe, 2002; Vanlerberghe et al., 2002). Более того, сверхэкспрессия АО ограничивает развитие гиперчувствительной реакции, формы PCD, в листьях табака (Ordog et al., 2002). Во время развития эмбрионального мешка в семяпочке происходит четыре события PCD.Первое событие начинается после мейотических делений и обеспечивает сохранение только одной мегаспоры. Второе событие PCD вызывает дегенерацию антиподальных клеток в развивающемся эмбриональном мешке. Последние два события PCD происходят до оплодотворения. Одна синергидная клетка подвергается PCD, позволяя получать мужские гаметы, в то время как одновременно PCD направляет дегенерацию окружающих тканей яичника (нуцеллуса), чтобы приспособиться к расширяющемуся эмбриональному мешку (Christensen et al., 1997; Wu and Cheung, 2000).Во время этих событий PCD АО может защищать клетки развивающегося зародышевого мешка от окислительного стресса или сигналов клеточной смерти, производимых в клеточном окружении. Кажется вероятным, что ограничение окислительного повреждения является важным аспектом развития зародышевого мешка, учитывая, что высокие уровни аскорбатпероксидазы были обнаружены в яйцеклетках риса (Uchiumi et al., 2007).

    В настоящее время ведется много споров о природе сигнала, который привлекает растущую пыльцевую трубку в микропиле (Higashiyama and Hamamura, 2008).Интересно, что ни одна из маленьких семяпочек, наблюдаемых у сои AOX AS, не проникала через пыльцевую трубку. Интересная возможность состоит в том, что активность АОХ может играть роль в генерации этого сигнала.

    Частота дыхания в темноте листьев растений AS не изменилась, независимо от того, измеряли ли они с помощью газообмена или кислородного электрода. Это наблюдение аналогично наблюдению, наблюдаемому в листьях AOX-репрессированного Arabidopsis (Umbach et al., 2005) и в клеточной линии табака с AOX-репрессией (Vanlerberghe et al., 1994). В этом исследовании более низкие скорости дыхания, устойчивые к KCN, в ткани листа AS по сравнению с нетрансгенной тканью листа указывают на более низкий потенциал дыхания AOX у растений AS. Этот результат согласуется с более низкими уровнями содержания белка АОХ у растений AS.

    Интересно, что добавление KCN к тестам с кислородным электродом стимулировало захват O 2 в нетрансгенных тканях листа, что ранее сообщалось на растениях Arabidopsis со сверхэкспрессией AOX (Umbach et al., 2005) и в клеточной линии табака, сверхэкспрессирующей AOX (Vanlerberghe et al., 1994). Одним из объяснений этого может быть то, что KCN-стимулированное поглощение O 2 происходит в интактных тканях из-за снижения синтеза АТФ после ингибирования дыхания цитохрома (Atkin et al., 2002). Снижение синтеза АТФ привело бы к снижению клеточного отношения АТФ к АДФ, что, в свою очередь, стимулировало бы гликолиз, чтобы увеличить поставку респираторных субстратов в митохондрии. Следовательно, потенциал для дыхательного потока электронов увеличится.Однако повышенный поток электронов может происходить только в том случае, если емкость AOX в ткани высока, как в случае соевых бобов и линий со сверхэкспрессией, и если поглощение O 2 тканью ограничено субстратом (Atkin et al., 2002).

    Производительность фотосинтеза подавлялась в сое с репрессией AOX. В то время как между нетрансгенными и AS растениями имелась разница в g s , Ci был одинаковым для всех исследованных образцов листьев (данные не показаны). Следовательно, снижение g s в растениях AS, вероятно, имело второстепенное значение для снижения чистых скоростей ассимиляции CO 2 (для обзора см. Farquhar and Sharkey, 1982) и может в некоторой степени представлять собой ответ на снижение скорость фотосинтеза (Wong et al., 1979). Таким образом, мы заключаем, что снижение фотосинтетической способности растений AS в первую очередь связано с биохимическими или клеточными ограничениями. Такое ограничение, по-видимому, возникло из-за подавления экспрессии белка АОХ. Неясно, оказывает ли репрессия АО прямое или косвенное влияние на фотосинтез, возможно, через снижение концентрации фотосинтетических пигментов. Ингибирование AOX также привело к снижению скорости фотосинтеза в листьях бобов ( Vicia faba ) и привело к чрезмерному восстановлению цепи транспорта электронов фотосинтеза даже в условиях низкой освещенности (Yoshida et al., 2006).

    Снижение фотосинтетической способности может указывать на снижение поступления ассимилятов во время репродуктивного роста растений AS. Таким образом, возможно, что на наблюдаемое снижение завязки семян у растений AS также повлияло снижение доступности ассимилятов во время репродуктивного развития. Известно, что соя регулирует размер своего репродуктивного стока в ответ на изменения скорости фотосинтеза, которые влияют на мощность источника или снабжение ассимилятами (Heitholt et al., 1986; Vega et al., 2001; Эгли, 2005). Однако наблюдаемое увеличение числа абортов семяпочек и снижение жизнеспособности пыльцы опровергает возможность того, что все репродуктивные фенотипы, демонстрируемые растениями AS, были следствием подавленной фотосинтетической способности. Соя часто реагирует на условия, которые изменяют фотосинтетические характеристики, отношения источника и поглотителя или ассимилируют снабжение во время цветения или всей репродуктивной фазы, регулируя прерывание цветков или завязывание стручков, а не количество семян на стручок и прерывание семяпочек в развивающихся стручках.Стресс засухи, переохлаждение, дефицит марганца, дефолиация и затенение всех поврежденных стручков и семян сои (Heenan and Campbell, 1980; Musser et al., 1986; Frederick et al., 1991; Board et al., 1995; Liu et al. др., 2003; Эгли, Брюнинг, 2005). Однако, в отличие от гена GmAOX2b AS, эти условия не изменяют количество семян на стручок, предполагая, что частота абортов яйцеклеток также остается неизменной. Обогащение Light и CO 2 , условия, которые увеличивают стручок сои и завязываются семена, также не изменяют количество семян на стручок (Mathew et al., 2000; Ziska et al., 2001). Кроме того, эксперимент по ручному опылению также продемонстрировал, что у сои, подвергшейся водному стрессу, снижение фотосинтетических характеристик не было связано с нарушением фертильности пыльцы (Kokubun et al., 2001).

    Белок

    GmAOX2 легко обнаруживался в листьях сои дикого типа, выращенной в нормальных условиях. Напротив, белок АО практически не обнаруживался в листьях арабидопсиса дикого типа, риса или табака, выращенных в аналогичных условиях (Vanlerberghe et al., 1994; Абэ и Торияма, 2003; Умбач и др., 2005). Следовательно, в последних исследованиях необходимо было проанализировать эффекты генов AOX AS у растений, подвергшихся воздействию холода (Vanlerberghe et al., 1994) или обработки KCN (Umbach et al., 2005), или путем скрининга предполагаемых каллусов AS (Abe и Торияма, 2003). Относительно высокое содержание белка АОХ в ткани листьев сои предполагает большее участие АО в росте и развитии сои по сравнению с тремя другими видами. Это может объяснить фенотипы роста и фертильности, наблюдаемые у AOX-репрессированных соевых бобов, но не у AOX-репрессированных Arabidopsis (Umbach et al., 2005; Watanabe et al., 2008), рис (K. Toriyama, личное сообщение) или табак (Vanlerberghe et al., 1994). Более активное участие АО в росте и развитии сои может также объяснить неспособность идентифицировать растения AS с полным подавлением GmAOX2b. Даже у AOX AS Arabidopsis (Umbach et al., 2005), табака (Vanlerberghe et al., 1994) и риса (Abe and Toriyama, 2003) растения, полностью лишенные AOX, восстанавливались редко. Важно отметить, что умеренного снижения белка AOX, полученного в сое AOX AS, было достаточно, чтобы снизить эффективность фотосинтеза, ослабить плодовитость растений и нарушить развитие и функцию гаметофитов.В целом, эти результаты согласуются с гипотезой о том, что пороговое количество белка АОХ необходимо для жизнеспособности растительных клеток (Umbach et al., 2005).

    Таким образом, наши данные о сое AOX AS показывают, что AOX важен для поддержания фертильности растений и нормального развития и функции гаметофитов. Интересно, что роль АО в половом размножении растений ранее была хорошо известна только у термогенных видов, которые продуцируют чрезвычайно большое количество белка АОХ в репродуктивных тканях.Анализ эффектов репрессии АОХ у других нетермогенных видов, которые экспрессируют белок АОХ в гораздо меньших, но все же легко обнаруживаемых количествах при нормальных условиях роста, должен помочь прояснить и лучше определить роль АО в фертильности и гаметофитной пригодности растений.

    МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

    Материал трансгенных растений и условия роста

    Полноразмерная кДНК GmAOX2b (Finnegan et al., 1997; GmAOX2b первоначально была названа GmAOX3 , была вырезана как единичный нижележащий фрагмент GmAOX3 ) была вырезана промотора 35S вируса мозаики цветной капусты в pCAMBIA1301 (CAMBIA).Ориентация AS вставки относительно промотора 35S была подтверждена секвенированием ДНК.

    Конструкция GmAOX2b AS была введена в соевые бобы ( Glycine max ) посредством биолистики (PDS-1000 / He Particle Delivery System; Bio-Rad Laboratories). Протоколы трансформации, отбора и регенерации растений были описаны ранее (Simmonds, 2003). Вкратце, пролиферативные эмбриогенные культуры сои cv X5 (X2650-7-2-3; Simmonds and Donaldson, 2000) были кобомбардированы с GmAOX2b AS и конструкциями генов устойчивости к гигромицину.Трансгенные объекты отбирали и поддерживали на 55 мг L -1 гигромицина. Вырезанные зародыши созревали на среде без антибиотиков, осушались воздухом и конвертировались на твердой среде B5 (Gamborg et al., 1968). После переноса в почву растения, обозначенные как поколение T0, выращивали в камере для выращивания с контролируемой средой. Растения T0, несущие ген GmAOX2b AS, были идентифицированы с помощью ПЦР и внесены в семена. Растения, полученные из этих семян (поколение T1), были предшественниками растений, использованных в этом исследовании.

    Семена проращивали, и растения выращивали по одному на горшок в 3 л коммерческой горшечной смеси (SSM2500 Potting Mix 2; Richgro Garden Products) при 25 ° C при естественном дневном свете. Позиции горшков были рандомизированы. Фотопериод был увеличен до 16 часов с дополнительным люминесцентным освещением. Растения поливали через день. Удобрения (Thrive All Purpose Plant Food; Yates Australia) вносили каждые 4 недели. Регистрировали количество семян, полученных с одного растения, и долю прерванных семяпочек (семяпочек, которые не смогли развиться до зрелых семян).

    Идентификация

    GmAOX2b AS растений

    Геномную ДНК экстрагировали из дисков свежих листьев и проводили ПЦР-анализы с использованием коммерческого набора и предоставленных реагентов и протокола (набор для ПЦР REDExtract-N-Amp Plant; Sigma-Aldrich) . Праймерами, использованными для обнаружения кДНК GmAOX2b AS, были AOX3-F и AOX3-R (Finnegan et al., 1997). Параметры термоциклирования: один цикл 95 ° C в течение 3 минут; 40 циклов 95 ° C в течение 30 с, 48 ° C в течение 1 мин и 72 ° C в течение 1.5 мин; и один цикл 72 ° C в течение 10 мин. Продукты ПЦР разделяли электрофорезом на агарозных гелях.

    Иммунодетекция AOX

    Неочищенные митохондриальные мембраны получали с использованием модификации метода Day et al. (1985). Приблизительно 1 г листьев самого молодого, полностью разросшегося трифолиолата растений на стадии трех трифолиолатов собирали и гомогенизировали в 3 объемах 300 мм Suc, 25 мм декагидрата пирофосфата натрия, 2 мм динатрия ЭДТА, 1% (мас. / Об.) поливинилпирролидон-10, 1% (мас. / об.) бычий сывороточный альбумин и 20 мМ аскорбат натрия, pH 7.5. Гомогенаты фильтровали через три диска Miracloth (Calbiochem), вставленные в шприц на 10 мл, и подвергали дифференциальному центрифугированию (Day et al., 1985). Выделенные митохондриальные мембраны промывали 300 мМ Suc, 10 мМ TES и 1 мМ Gly, pH 7,5, ресуспендировали в небольшом объеме того же буфера и определяли содержание белка (Peterson, 1977).

    Приблизительно 25 мкл г сырого мембранного белка было разделено с помощью SDS-PAGE и перенесено на нитроцеллюлозную мембрану (Protran; Schleicher and Schuell) с использованием устройства полусухого блоттинга (Trans-Blot Semi-Dry Electrophoretic Transfer Cell; Bio-Rad ; Towbin et al., 1979). Блоты исследовали моноклональными антителами против АОХ (АОА; Elthon et al., 1989) или порина. Антитело AOA против AOX распознает консервативный аминокислотный мотив, обнаруженный во всех трех изоформах сои (Finnegan et al., 1999). Вторичные антитела (ECL Anti-Mouse IgG, цельное антитело овцы, связанное с пероксидазой хрена; Amersham Biosciences) использовали для обнаружения хемилюминесценции с использованием коммерческого набора (ECL Western Blotting Detection Reagents; Amersham Biosciences) на пленках (Hyperfilm; Amersham Biosciences).Интенсивность сигналов на иммуноблотах определяли количественно (ImageJ версия 1.36 [http://rsb.info.nih.gov/ij/]; программное обеспечение загружено 7 августа 2006 г.). Образцы из одного и того же набора из четырех нетрансгенных контрольных растений были включены в каждый иммуноблот, чтобы обеспечить прямое сравнение экспериментов.

    Измерение фотосинтеза и дыхания

    Чистый фотосинтез и дыхание измеряли с помощью газообмена (LI-6400 Portable Photosynthesis System; LICOR) на одном и том же полностью развернутом трехлистнике на главном стебле или на средней ветви растений между 10 утра и 14:00 в яркие солнечные дни через 1 неделю после начала цветения.Измерения проводились при температуре листовой камеры 25 ° C, концентрации CO 2 в листовой камере 380 мкм моль моль -1 и интенсивности света 1500 мкм моль квантов м -2 с. -1 . Для трех линий сои дефицит давления пара в камере для листа во время измерений составлял 1,83 ± 0,01 кПа (линия 3B10), 1,67 ± 0,01 кПа (линия 6C2) и 1,66 ± 0,08 кПа (линия 6C5). Измерения темнового дыхания проводили после того, как растения накрыли темными полиэтиленовыми пакетами на ночь при 25 ° C.

    Дыхание листьев также измеряли с помощью кислородного электрода с использованием полосок листьев (приблизительно 1 мм × 10 мм), вырезанных из самых молодых полностью разросшихся трехлистников основных стеблей между 11 часами утра и 14 часами дня через 1 неделю после начала цветения. Вырезанные полоски листьев (приблизительно 15 мг) инкубировали в темноте в течение 10 минут в буфере для анализа (15 мМ TES и 0,2 мМ CaCl 2 , pH 7,0; Umbach et al., 2005) перед переносом в стеклянную камеру объемом 4 мл. содержащий насыщенный свежим воздухом буфер для анализа.Поглощение кислорода контролировали с помощью кислородного микроэлектрода (MicroResp EL; Unisense) в темноте при 25 ° C, как описано ранее (Colmer and Pedersen, 2008). Буфер для анализа был дополнен 2,5 мМ KCN для ингибирования пути цитохромоксидазы и 10 мМ SHAM для ингибирования пути AOX. Оптимальные концентрации ингибитора определяли экспериментами по титрованию. Образцы листьев были извлечены из анализа и высушены в печи при 60 ° C в течение 48 часов перед определением сухой массы.

    Жизнеспособность пыльцы

    Полностью открытые цветки собирали случайным образом с каждого растения в день цветения.После удаления лепестков пыльники намазывали 30 μ L 15% (мас. / Об.) Suc, 0,03% (мас. / Об.) Ca (NO 3 ) 2 · 4H 2 O, и 0,01% (мас. / об.) H 3 BO 3 (Salem et al., 2007) на предметном стекле для высвобождения пыльцы. Предметное стекло инкубировали при 30 ° C в темноте в течение 24 часов. Добавляли каплю красителя Александра (Alexander, 1969) и все пыльцевые зерна исследовали под световым микроскопом. Пыльцевое зерно оценивалось как проросшее, если длина пыльцевой трубки превышала диаметр пыльцевого зерна.Пыльцевые зерна, которые не прорастали, но были окрашены в зеленый или светло-красный цвет пятном по Александру, оценивались как прерванные (Alexander, 1969), а те, которые окрашивались в красный цвет, оценивались как заполненные, но незатронутые.

    Ручное опыление и рост пыльцевых трубок in vivo

    Цветы, которые должны были открыться на следующий день, были кастрированы вечером (Fehr, 1980). На следующее утро кастрированные цветы опыляли вручную (Fehr, 1980) пыльцой других цветов того же растения.Неопыленные цветы, которые не опылялись, использовали в качестве контроля. Через 48 часов опыленные вручную цветки вырезали и фиксировали в смеси этанол: ледяная уксусная кислота (3: 1, об. / Об.) В течение 24 часов при 4 ° C. Пестики отделяли от цветков и удаляли трихомы. Пестики очищали в 4 н. NaOH в течение 24 часов при 20 ° C, промывали в деионизированной воде в течение 30 минут, окрашивали обесцвеченным анилиновым синим (0,005% [мас. / Об.] Анилинового синего в 0,05 м фосфата натрия, pH 11) в течение 24 часов. h, установленный в глицерине (Shivanna and Rangaswamy, 1992) и исследованный с помощью флуоресцентной микроскопии (микроскоп Axioplan с объективами Plan-Neofluar Pol, возбуждающий фильтр BP-365/12, светоделитель FT395, барьерный фильтр LP397; Carl Zeiss Australasia).

    Статистический анализ

    Все статистические анализы были выполнены с использованием Microsoft Excel 2003. Коробчатые диаграммы были подготовлены с помощью программного обеспечения R версии 2.7.0 (http://www.r-project.org/; программное обеспечение загружено 22 апреля 2008 г.) . Тест Стьюдента t использовался для анализа данных, которые были нормально распределены, как определено с помощью теста Лиллиефорса; в противном случае использовали тест Манна-Уитни U .

    Благодарности

    Мы благодарим Николаса Тейлора за получение моноклональных антител к АОХ; Шерил Хаббард за преобразование сои; Мингрен Ши и Гуйцзюнь Янь за советы по статистике; Эрику Венеклаасу за полезные обсуждения наших данных о фотосинтезе; и Оле Педерсен за предоставление кислородных электродов и помощь во время измерения дыхания листьев.

    Footnotes

    • ↵1 Эта работа была поддержана Австралийским исследовательским советом (гранты PMF и DAD), международной стипендией для аспирантов от правительства Австралии, Министерства образования, занятости и трудовых отношений, а также Премия аспиранта Университета Западной Австралии (T.-TC).

    • Автор несет ответственность за распространение материалов, относящихся к результатам, представленным в этой статье, в соответствии с политикой, описанной в Инструкциях для авторов (www.plantphysiol.org): Патрик М. Финнеган (patrick.finnegan {at} uwa.edu.au).

    • ↵ [OA] Статьи в открытом доступе можно просматривать в Интернете без подписки.

    • www.plantphysiol.org/cgi/doi/10.1104/pp.109.149294

    • Получено 12 октября 2009 г.
    • Принято 19 января 2010 г.
    • Опубликовано 22 января 2010 г.

    Пред. - применение гиббереллина в цветах винограда сорта Тамнара увеличивает выработку гамма-аминомасляной кислоты (ГАМК) при полном цветении

  • Акихиро Т., Коике С., Тани Р., Томинага Т., Ватанабе С., Иидзима Ю., Аоки К., Шибата Д., Ашихара Х. и др. (2008) Биохимический механизм накопления ГАМК во время развития плодов у томатов.Физиология растительных клеток 49: 1378–1389

    Статья PubMed CAS Google Scholar

  • Baum G, Lev-Yadun S, Fridmann Y, Arazi T, Katsnelson H, Zik M, Fromm H (1996) Связывание кальмодулина с глутаматдекарбоксилазой необходимо для регуляции метаболизма глутамата и ГАМК и нормального развития растений. EMBO J 15: 2988–2996

    PubMed PubMed Central CAS Статья Google Scholar

  • Biancucci M, Mattioli R, Forlani G, Funck D, Costantino P, Trovato M (2015) Роль пролина и ГАМК в половом размножении покрытосеменных растений.Фасадный завод Sci 6: 680

    Артикул PubMed PubMed Central Google Scholar

  • Bolarín MC, Santa-Cruz A, Cayuela E, Pérez-Alfocea F (1995) Кратковременные изменения растворенных веществ в листьях и корнях культурных и диких саженцев томатов при засолении. J Plant Physiol 147: 463–468

    Статья Google Scholar

  • Bouché N, Fromm H (2004) ГАМК в растениях: просто метаболит? Trends Plant Sci 9: 110–115

    Статья PubMed CAS Google Scholar

  • Carrera E, Ruiz-Rivero O, Peres LEP, Atares A, Garcia-Martinez JL (2012) Характеристика мутанта томата schemera показывает новые функции белка SlDELLA в контроле морфологии цветка, деления и размножения клеток, и сигнальный путь ауксина во время завязывания и развития плодов.Plant Physiol 160: 1581–96

    Статья PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

  • Chang S, Puryear J, Cairney J (1993) Простой и эффективный метод выделения РНК из сосен. Plant Mol Biol Rep 11: 113–116

    Артикул CAS Google Scholar

  • Coombe BG (1960) Связь роста и развития с изменениями сахаров, ауксинов и гиббереллинов в плодах посевных и бессемянных сортов Vitis vinifera .Plant Physiol 35: 241–50

    Статья PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

  • Coombe BG (1995) Принятие системы для определения стадий роста виноградной лозы. Aust J Grape Wine Res 1: 100–110

    Артикул Google Scholar

  • Dass HC, Randhawa GS (1968) Влияние гиббереллина на посевы Vitis vinifera с особым упором на индукцию бессемянности.Vitis 7: 10–21

    Google Scholar

  • de Jong M, Wolters-Arts M, Feron R, Mariani C, Vriezen WH (2009) Solanum lycopersicum AUXIN RESPONSE FACTOR 7 (SlARF7) регулирует передачу сигналов ауксина во время завязывания и развития плодов томатов. Plant J 57: 160–70

    Артикул PubMed CAS Google Scholar

  • Dresselhaus T, Franklin-Tong N (2013) Перекрестные помехи между самцом и самкой во время прорастания пыльцы, роста и направления трубочки, а также двойного оплодотворения.Завод Мол 6: 1018–1036

    Артикул PubMed CAS Google Scholar

  • Dumas C, Gaude T (2006) Удобрение растений: является ли кальций ключевым игроком? Semin Cell Dev Biol 17: 244–253

    Статья PubMed CAS Google Scholar

  • Франклин-Тонг VE (1999) Сигнализация при опылении.Curr Opin Plant Biol 2: 490–495

    Статья PubMed CAS Google Scholar

  • Jung CJ, Hur YY, Jung SM, Noh JH, Do GR, Park SJ, Nam JC, Park KS, Hwang HS et al. (2014) Транскрипционные изменения генов гиббереллиноксидазы в виноградных лозах с применением или без применения гиббереллина во время развития соцветий. J Plant Res 127: 359–371

    Статья PubMed CAS Google Scholar

  • Киннерсли AM, Turano FJ (2000) Гамма-аминомасляная кислота (ГАМК) и ответы растений на стресс.CRC Crit Rev Plant Sci 19: 479–509

    Статья CAS Google Scholar

  • Koike S, Matsukura C, Takayama M, Asamizu E, Ezura H (2013) Подавление трансаминаз γ-аминомасляной кислоты (ГАМК) вызывает заметное накопление ГАМК, карликовость и бесплодие в томатах ( Solanum lycopersicum L.). Physiol растительных клеток 54: 793–807

    Статья PubMed CAS Google Scholar

  • Конрад К.Р., Удик М.М., Фейхо Дж.А. (2011) Регулирование роста кончика кончика кальция кальцием: новые гены для старых механизмов.Curr Opin Plant Biol 14: 721–730

    Статья PubMed CAS Google Scholar

  • Ling Y, Chen T, Jing Y, Fan L, Wan Y, Lin J (2013) гомеостаз γ-аминомасляной кислоты (ГАМК) регулирует прорастание пыльцы и поляризованный рост у Picea wilsonii . Planta 238: 831–843

    Артикул PubMed CAS Google Scholar

  • Lu J, Lamikanra O, Leong S (1997) Индукция бессадки мускатного винограда «Триумф» ( Vitis rotundifolia Michx ) путем применения гибберелловой кислоты.HortScience 32: 89–90

    Google Scholar

  • Marchler-Bauer A, Lu S., Anderson JB, Chitsaz F, Derbyshire MK, DeWeese-Scott C, Fong JH, Geer LY, Geer RC et al. (2011) CDD: база данных консервативных доменов для функциональной аннотации белков. Нуклеиновые кислоты Res 39: D225 – D229

    Статья PubMed CAS Google Scholar

  • Miyashita Y, Good AG (2008) Вклад ГАМК-шунта в индуцированное гипоксией накопление аланина в корнях Arabidopsis thaliana .Physiol растительных клеток 49: 92–102

    Статья PubMed CAS Google Scholar

  • Ohra I, Ariyoshi S (1979) Сравнение белков-осадителей для определения свободных аминокислот в плазме. Agric Biol Chem 43: 1473–1478

    Google Scholar

  • Okamoto G, Miura K (2005) Влияние внесения GA перед цветением на рост пыльцевых трубок у cv.Пестики винограда Делавэр. Vitis 44: 157–159

    CAS Google Scholar

  • Ozga JA, Reinecke DM (2003) Гормональные взаимодействия в развитии плодов. J Регламент роста растений 22: 73–81

    Статья CAS Google Scholar

  • Palanivelu R, Brass L, Edlund AF, Preuss D (2003) Рост и руководство пыльцевыми трубками регулируются POP2, геном Arabidopsis , который контролирует уровни ГАМК.Cell 114: 47–59

    Статья PubMed CAS Google Scholar

  • Pandolfini T (2009) Производство бессемянных плодов путем гормональной регуляции завязи плодов. Питательные вещества 1: 168–77

    Артикул PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

  • Park KS, Yun HK, Suh HS, Jeong SB, Cho HM (2004) Селекция раннего сорта винограда «Тамнара» (гибрид Vitis ) с высоким качеством и устойчивостью к болезням.Корейский журнал J Hortic Sci Technol 22: 458–461

    Google Scholar

  • Park YS, Heo JY, Park SM (2016) Производство гипо- и гипертетраплоидных саженцев из открытого, самоопыляемого и перекрестноопыляемого гипо- и гипертетраплоидного винограда. Корейский журнал J Hortic Sci Technol 34: 771–778

    Google Scholar

  • Рамеш С.А., Тайерман С.Д., Сюй Б., Бозе Дж., Каур С., Конн В., Домингос П., Уллах С., Веге С. и др. (2015) Передача сигналов ГАМК модулирует рост растений, напрямую регулируя активность специфичных для растений переносчиков анионов.Nat Commun 6: 7879

    Статья PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

  • Renault H, Roussel V, El Amrani A, Arzel M, Renault D, Bouchereau A, Deleu C (2010) Мутант Arabidopsis pop2-1 показывает участие трансаминазы GABA в устойчивости к солевому стрессу. BMC Plant Biol 10:20

    Артикул PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

  • Shelp BJ, Bown AW, McLean MD (1999) Метаболизм и функции гамма-аминомасляной кислоты.Trends Plant Sci 4: 446–452

    Статья PubMed CAS Google Scholar

  • Takayama M, Koike S, Kusano M, Matsukura C, Saito K, Ariizumi T, Ezura H (2015) Гены глутаматдекарбоксилазы томата SlGAD2 и SlGAD3 играют ключевую роль в регулировании уровней гамма-аминомасляной кислоты в томатах ( Solanum lycopersicum ). Physiol растительных клеток 56: 1533–45

    Статья PubMed CAS Google Scholar

  • Тамура К., Петерсон Д., Петерсон Н., Стечер Г., Ней М., Кумар С. (2011) MEGA5: анализ молекулярной эволюционной генетики с использованием методов максимального правдоподобия, эволюционного расстояния и максимальной экономии.Mol Biol Evol 28: 2731–2739

    Статья PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

  • Vergara R, Parada F, Rubio S, Pérez FJ (2012) Гипоксия индуцирует продукцию H 2 O 2 и активирует систему антиоксидантной защиты в бутонах виноградной лозы посредством посредничества H 2 O 2 и этилена. J Exp Bot 63: 4123–4131

    Статья PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

  • Vergara R, Parada F, Pérez FJ (2013) Функционирует ли ГАМК-шунт в эндодормантных почках виноградной лозы при респираторном стрессе? Регламент роста растений 71: 253–260

    Статья CAS Google Scholar

  • Wittwer SH, Bukovac MJ, Sell HM, Weller LE (1957) Некоторые эффекты гиббереллина на цветение и завязывание плодов.Plant Physiol 32: 39–41

    Статья PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

  • Youn YS, Park JK, Jang HD, Rhee YW (2011) Последовательная гидратация с анаэробной и термической обработкой увеличивает содержание ГАМК (гаммааминомасляной кислоты) в пшенице. Food Chem 129: 1631–1635

    Статья CAS Google Scholar

  • Yu GH, Liang JG, He ZK, Sun MX (2006) Опосредованное квантовыми точками обнаружение сайтов связывания γ-аминомасляной кислоты на поверхности живых протопластов пыльцы табака.Chem Biol 13: 723–731

    Статья PubMed CAS Google Scholar

  • Yu GH, Zou J, Feng J, Peng XB, Wu JY, Wu YL, Palanivelu R, Sun MX (2014) Экзогенная гамма-аминомасляная кислота (ГАМК) влияет на рост пыльцевых трубок путем модуляции предполагаемой проницаемости для Ca 2+ мембранных каналов и связано с отрицательной регуляцией глутаматдекарбоксилазы.

    Добавить комментарий

    Ваш адрес email не будет опубликован. Обязательные поля помечены *

    2019 © Все права защищены | Группа компаний«chudopal group» | Карта сайта